基于酶活力模型和細胞模型分析紅毛藻多糖降血脂活性

詹 慧，宋田源，余 剛，姜澤東,2,3,4,，杜希萍,2,3,4，朱艷冰,2,3,4，倪 輝,2,3,4，李清彪,2,3,4

（1.集美大學食品與生物工程學院，福建 廈門 361021；2.福建省食品微生物與酶工程重點實驗室，福建 廈門 361021；3.廈門南方海洋研究中心經濟海藻資源化利用與深加工重點實驗室，福建 廈門 361021；4.廈門市食品生物工程技術研究中心，福建 廈門 361021）

高脂高糖的飲食習慣是誘發多種慢性疾病，如肥胖、動脈粥樣硬化、高脂血癥等的重要因素，過量攝入脂質會增加心/腦血管疾病發生的風險[1]。胰脂肪酶是最主要的脂肪水解酶，它可將膳食中的大部分脂肪水解為脂肪酸和甘油單酯，在脂肪和膽固醇的吸收過程中具有非常重要的作用[2]。研究表明特異性的胰脂肪酶抑制劑可作為高脂血癥類疾病的有效治療藥物[3]，如奧利司他[4]，但長期服用這類藥物會產生腹瀉、腹痛、溏便、惡心等副作用[5]。從天然膳食材料中篩選安全的脂肪酶抑制劑是解決該問題的重要途徑之一。

多糖是海藻中重要的膳食營養元素之一。海藻多糖的化學組成和結構特征多樣，表現出多種理化性質和生物活性。近年來，海藻多糖如巖藻聚糖、泡葉藻聚糖、褐藻膠、龍須菜多糖、紫菜多糖和瓊脂等因具有優良的物理化學特性和生物活性，如降血糖[6-7]、降高血壓[8-9]、抗氧化[10]、抗腫瘤[11]、抗炎[12]和降血脂活性[13-14]等，已被作為功能性食品、化妝品甚至是藥物廣泛應用[15-16]。紅毛藻（Bangia fusco-purpurea）又稱紅毛菜，在中國東南沿海分布較廣，福建省莆田市南日島鎮是其主要產區之一[17-18]。紅毛藻具有提高免疫力、降血壓、降血脂、滋陰祛火和防止動脈粥樣硬化等多種食藥用功效[19]，但其食藥用功效機理尚不明確。Jiang Zedong等[20]報道紅毛藻多糖（B.fusco-purpureapolysaccharide，BFP）可通過競爭性抑制β-淀粉酶活力和非競爭性抑制β-葡萄糖苷酶活力，具有潛在抑制餐后血糖升高的功效。蔡薇[21]研究發現BFP及其分離組分（F1、F2、F3）能夠通過誘導核因子κB和細胞外調節蛋白激酶/絲裂原活化蛋白激酶信號通路誘導小鼠巨噬細胞（RAW264.7）活化釋放NO和分泌腫瘤壞死因子α，具有潛在的免疫誘導活性。目前，鮮有對紅毛藻降血脂活性機理的研究報道。本研究在分離純化紅毛藻主要營養元素多糖組分的基礎上，研究其對胰脂肪酶活力的影響，并利用Caco-2細胞模型和高血脂/高膽固醇HepG2細胞模型，評價各BFP組分對游離脂肪酸吸收及細胞模型中甘油三酯與膽固醇合成能力的抑制作用，闡明紅毛藻降血脂活性機制。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

紅毛藻采集于福建省莆田市南日島鎮紅毛藻養殖海域，晾干后，冷藏備用。

人肝癌（HepG2）細胞、人結直腸腺癌（Caco-2）細胞購于中國科學院典型培養物保藏委員會細胞庫（上海）。

Sephadex G-75葡聚糖凝膠層析柱 瑞典GE公司；DEAE-cellulose 52陰離子交換柱 美國Whatman公司；胎牛血清、PierceTMBCA蛋白檢測試劑盒 美國賽默飛世爾科技公司；100×雙抗（100 IU/mL青霉素及100 μg/mL鏈霉素）溶液、油酸、胰蛋白酶、牛血清白蛋白（bovine serum albumin，BSA） 美國Sigma-Aldrich公司；高糖DMEM培養基 美國Hyclone公司；甘油三酯、總膽固醇、游離脂肪酸和脂肪酶檢測試劑盒 南京建成生物工程研究所有限公司；胰脂肪酶（來源于豬胰腺，EC 3.1.1.3）、奧利司他、辛伐他灑 默克生命科學（上海）有限公司；其余試劑均為國產分析純。

1.2 儀器與設備

Avanti J26XP高速冷凍離心機 德國貝克曼公司；Free Zone 6 Plus真空冷凍干燥機 美國Labconco公司；Cytation-5細胞成像多功能檢測系統、Cytation-5酶標儀美國伯騰儀器有限公司；HERACELL Vois 160i CO2細胞培養箱 美國賽默飛世爾科技公司。

1.3 方法

1.3.1 BFP的提取及各組分的分離純化

BFP的提取[21-22]：紅毛藻經自來水洗凈，60 ℃烘干，粉碎并過100 目篩網后得到紅毛藻粉。精確稱取50 g干燥藻粉，加入300 mL無水甲醇攪拌處理2 h以去除醇溶性色素和雜質。甲醇處理結束后，烘干備用。藻粉和蒸餾水按照1∶100（m/V）比例混勻，于90 ℃熱水抽提2 h。水提液冷卻至室溫后，離心（8 000×g，20 min），收集上清液。在攪拌情況下向上清液中緩慢滴加無水乙醇至乙醇終體積分數為75%，以獲得醇沉液。靜置過夜后，醇沉液離心（10 000×g，15 min）并收集沉淀。沉淀經適量蒸餾水復溶后，置于透析袋（分子截留量3500 Da）中，在4 ℃下于蒸餾水中透析48 h。透析結束后，透析袋中溶液經旋轉蒸發濃縮、冷凍干燥后得到紅毛藻粗多糖。

BFP的分離純化[21]：采用Sevag法[23]去除紅毛藻粗多糖中蛋白質，冷凍干燥得到去蛋白的紅毛藻粗多糖。取3.0 mL 5 mg/mL紅毛藻粗多糖溶液，加載到Sephadex G75凝膠層析柱（1.6 cm I.D.×100 cm），用0.1 mol/L NaCl溶液以0.5 mL/min的流速進行洗脫，用苯酚-硫酸法[24]監測并收集多糖組分。收集的組分經透析、濃縮、冷凍干燥后獲得純化的BFP。配制一定質量濃度的BFP溶液，采用DEAE Cellulose 52柱層析法（2.6 cm I.D.×20 cm）進一步分離純化，用不同濃度（0、0.1、0.3、0.5 mol/L）NaCl溶液進行梯度洗脫。用苯酚-硫酸法監測，收集得到3 個組分（F1、F2和F3），經濃縮、透析和冷凍干燥后備用。

1.3.2 BFP組分對胰脂肪酶活力的影響實驗

參照文獻[25]所述方法分析BFP組分對胰脂肪酶活力的影響。胰脂肪酶溶于50 mmol/L Tris緩沖液（pH 8.0）中，離心（10 000×g，10 min），取上清液，得到1 000 IU/mL的胰脂肪酶溶液。反應底物棕櫚酸4-硝基苯酯（4-nitrophenyl palmitate，pNPP）溶于含體積分數5%異丙醇的Tris緩沖液中，制備濃度為2.0 mmol/L的pNPP溶液。BFP各組分（F1、F2和F3）溶于Tris緩沖液中，制備各BFP各組分溶液。分別將不同質量濃度（0、200、400、600、800、1 000 μg/mL）的各BFP組分溶液（50 μL）和胰脂肪酶溶液（50 μL）混合均勻后，于37 ℃下孵育10 min，然后立即加入100 μL pNPP溶液，再次置于37 ℃下反應10 min。反應結束后，立即100 ℃水浴5 min以終止反應。終止后的反應液離心（5 000×g，10 min）去除沉淀，于405 nm波長處測定各反應體系吸光度。以奧利司他作為陽性對照，BFP組分對胰脂肪酶活力的影響用酶活力抑制率表示，按式（1）計算。通過線性擬合計算BFP組分對胰脂肪酶活力的半抑制濃度（half Inhibiting concentration，IC50）。

式中：AS、AN和AC分別表示添加BFP組分、未添加胰脂肪酶和未添加BFP組分反應體系的吸光度。

1.3.3 酶促動力學分析

取50 μL不同濃度（0、200、400、600、800、1 000 IU/mL）胰脂肪酶溶液與50 μL 500 μg/mL BFP組分溶液混勻，于37 ℃孵育10 min。孵育結束后，加入100 μL 2.0 mmol/L pNPP溶液混勻，于37 ℃反應10 min后終止反應，于405 nm波長處測定各反應體系的吸光度。以不添加BFP組分溶液的反應體系作為對照組。繪制酶解產物對硝基苯酚（p-nitrophenol，pNP）-吸光度標準曲線，根據標準曲線方程y＝35.036x-0.002 5（R2＝0.999 9），計算pNP濃度（mmol/L），再將反應后的pNP濃度除以反應時間得到反應速率（v，mmol/（L·min））。以v為縱坐標，胰脂肪酶濃度為橫坐標繪制曲線，根據曲線斜率進行反應的可逆型判定。

取50 μL 500 IU/mL胰脂肪酶溶液與50 μL 1 000 μg/mL BFP組分溶液混勻，于37 ℃孵育10 min。孵育結束后，加入100 μL不同濃度（0.125、0.25、0.5、1.0、2.0 mmol/L）pNPP溶液混勻，于37 ℃反應10 min后終止反應，于405 nm波長處測定各反應體系的吸光度。以不添加BFP組分溶液的反應體系作為對照。繪制酶解產物對硝基苯酚（p-nitrophenol，pNP）-吸光度標準曲線，根據標準曲線方程y＝35.036x-0.002 5（R2＝0.999 9），計算pNP濃度（mmol/L），再將反應后的pNP濃度除以反應時間得到反應速率（v，mmol/（L·min））。以反應速率的倒數（1/v）對底物質量濃度的倒數（1/[S]）作圖，繪制Lineweaver-Burk雙倒數曲線，確定最大反應速率（vmax）和米氏常數（Km）。根據雙倒數圖計算vmax、Km：曲線與縱軸的截距＝1/vmax；曲線與橫軸截距＝-1/Km；根據vmax、Km變化確定抑制類型。

1.3.4 細胞培養

HepG2、Caco-2細胞均采用含10%胎牛血清、100 IU/mL青霉素及100 μg/mL鏈霉素的高糖DMEM培養基于37 ℃、5% CO2的細胞培養箱中培養。

1.3.5 BFP組分對細胞活力的影響實驗

HepG2細胞預處理：HepG2細胞經胰酶消化后，以3×105個/孔接種到96 孔板中，37 ℃下孵育24 h。孵育結束后，移除細胞上清液，用含不同質量濃度（0、10、50、100、200、500 μg/mL）BFP組分或含不同濃度（0.125、0.25、0.5、1.0、2.0 mmol/L）油酸的生長培養基于37 ℃下繼續孵育24 h。

Caco-2細胞預處理：Caco-2細胞經胰酶消化后，以3×105個/孔接種到96 孔板中，37 ℃下孵育24 h。孵育結束后，移除細胞上清液，用含不同質量濃度（0、200、400、600、800、1 000 μg/mL）BFP組分或含不同濃度（0.125、0.25、0.5、1.0、2.0 mmol/L）油酸的生長培養基于37 ℃下繼續孵育24 h。

細胞活力測定[26]：取BFP組分F1、F2和F3或油酸處理24 h后的HepG2細胞或Caco-2細胞，移除細胞上清液，每孔中加入100 μL 5 g/100 mL噻唑藍溶液（溶于磷酸鹽緩沖液，pH 7.4），于37 ℃下繼續孵育30 min。孵育結束，用磷酸鹽緩沖液（pH 7.4）輕輕洗滌細胞2 次后，每孔中加入100 μL二甲亞砜溶出細胞內甲瓚。振蕩20 min后，于570 nm波長處測定光密度（optical density，OD）值。以不加BFP組分或油酸處理為對照組，以二甲亞砜為溶劑空白。細胞活力按式（2）計算。

式中：AS、AC和A0分別表示BFP組分或油酸處理組、對照組和空白組體系的OD570nm。

Caco-2細胞以3×105個/孔接種至24 孔Transwell小室中，培養24 h。吸走小室內外的細胞上清液，處理組為小室內外均加入含不同質量濃度（50、500 μg/mL）BFP組分F1、F2和F3的生長培養基，于37 ℃下孵育24 h；空白組為小室內外均加入生長培養基孵育24 h。孵育結束后，小室內添加500 μL含油酸的誘導培養基（油酸終濃度100 μmol/L、BSA終濃度2 μmol/L），基底外側隔室添加生長培養基，再次于37 ℃下孵育24 h。孵育結束后，移除小室內外的培養基，用BCA蛋白檢測試劑盒測定細胞蛋白質含量，用游離脂肪酸檢測試劑盒測定基底外側隔室培養基中游離脂肪酸含量[27]，結果以蛋白質量計。

1.3.7 BFP組分對高脂HepG2細胞模型甘油三酯合成的影響實驗

取HepG2細胞以3×105個/孔接種至96 孔板，待其貼壁。用無血清的DMEM培養基洗滌細胞后，用含不同質量濃度（0、50、100、200、500 μg/mL）BFP組分F1、F2和F3的DMEM培養基，于37 ℃孵育12 h，然后去除細胞上清液，用含油酸的誘導培養基（油酸終濃度0.5 mmol/L、BSA終濃度2 μmol/L）[28]繼續培養24 h。以DMEM培養基培養36 h的正常HepG2細胞為空白組。

孵育結束后，用磷酸鹽緩沖液（pH 7.4）輕輕洗滌細胞3 次。用RIPA裂解液（50 mmol/L Tris、150 mmol/L NaCl、1% Triton X-100、1 g/100 mL脫氧膽酸鹽、0.1 g/100 mL十二烷基硫酸鈉，pH 7.4）在冰浴下裂解細胞30 min，4 ℃、10 000×g下離心15 min，取上清液。用BCA蛋白檢測試劑盒測定細胞蛋白質含量，使用甘油三酯檢測試劑盒測定上清液中甘油三酯含量，結果以蛋白質量計。

1.3.8 BFP組分F3對高膽固醇HepG2細胞模型中脂類合成的影響實驗

取HepG2細胞以3×105個/孔接種至96 孔板，待其貼壁，移除細胞上清液，用含不同質量濃度（0、50、100、200、500 μg/mL）BFP組分F3的DMEM培養基于37 ℃孵育12 h，去除細胞上清液，再用含膽固醇的誘導培養基（膽固醇質量濃度15 μg/mL、BSA質量濃度2 μg/mL）[29-30]繼續培養24 h；以用DMEM培養基培養12 h，去除細胞上清液，再用含15 μg/mL膽固醇和0.2 μg/mL辛伐他灑的培養基繼續培養24 h的細胞為辛伐他灑組。

孵育結束后，用1.3.7節中方法裂解細胞，用BCA蛋白檢測試劑盒測定細胞蛋白含量，用總膽固醇檢測試劑盒測定HepG2細胞中總膽固醇含量，結果以蛋白質量計。

本試驗通過生物顯微鏡分析了絲瓜絡纖維的縱向和橫截面結構形態；測定了絲瓜絡纖維的回潮率、力學性能、耐酸堿性能以及對重金屬的吸附性能等。

1.4 數據統計與分析

每個實驗重復3 次，利用Microsoft Office Excel 2016軟件處理數據，用Graphpad Prism 8.0軟件作圖，用SPSS軟件單因素方差分析檢驗數據差異的顯著性，P＜0.05表示差異顯著，P＜0.01表示差異極顯著。

2 結果與分析

2.1 BFP各組分對胰脂肪酶活力的影響

圖1 BFP組分對胰脂肪酶活力的抑制作用Fig.1 Inhibitory effects of polysaccharide fractions from B.fusco-purpurea on pancreatic lipase activity

由圖1可知，在質量濃度0～1 000 μg/mL范圍內，BFP組分F1、F2和F3對胰脂肪酶活力有不同程度的抑制作用。其中組分F3對胰脂肪酶活力的抑制活性最強，且隨著質量濃度的增大，抑制效果極顯著增強（P＜0.01），呈濃度依賴性；當組分F3質量濃度為1 000 μg/mL時，抑制率達到97.35%。擬合得到組分F3對胰脂肪酶活力的抑制曲線方程為y＝0.108 0x-3.325 2，計算得到組分F3對胰脂肪酶活力的IC50為0.49 μg/mL，奧利司他對胰脂肪酶活力的IC50為1.45 μg/mL。

2.2 BFP各組分對胰脂肪酶抑制作用的酶促動力學分析

由于組分F3對胰脂肪酶活力的抑制活性最強，選擇組分F3進行BFP對胰脂肪酶抑制作用的酶促動力學分析。由圖2A可知：在固定底物濃度（2.0 mmol/L）的情況下，添加和不添加BFP組分F3，胰脂肪酶的酶促反應速率（v）均隨胰脂肪酶濃度（0～1 000 IU/mL）的增大而增加；添加BFP組分F3后，v降低，曲線斜率變??；并且兩條曲線均過原點，表明BFP組分F3對胰脂肪酶活力的抑制類型為可逆性抑制。由圖2B可知：在固定胰脂肪酶濃度（500 IU/mL）的情況下，添加和不添加BFP組分F3，1/v和1/[S]均呈線性正相關；2 條曲線相交于Y軸上同一點，即添加BFP組分F3后，vmax不變，Km增大。由此可判斷BFP組分F3對胰脂肪酶活力為競爭性抑制。綜上所述，BFP組分F3對胰脂肪酶活力的抑制作用為可逆競爭性抑制。

圖2 BFP組分F3對胰脂肪酶活力作用的抑制類型（A）和Lineweaver-Burk曲線（B）Fig.2 Inhibition type of F3 on pancreatic lipase activity (A) and Lineweaver-Burk curve (B)

2.3 BFP組分對HepG2細胞和Caco-2細胞活力的影響

圖3 BFP組分和油酸對HepG2細胞和Caco-2細胞活力的影響Fig.3 Effects of polysaccharide fractions from B.fusco-purpurea and oleic acid on the viability of HepG2 cells and Caco-2 cells

由圖3A可知，在質量濃度0～500 μg/mL范圍內，BFP組分F1、F2和F3對HepG2細胞活力均無顯著影響（P＞0.05），表明3 種BFP組分在實驗選取質量濃度范圍內對HepG2細胞沒有直接毒性作用。由圖3B可知，與對HepG2細胞活力的影響相似，BFP組分F1、F2和F3在質量濃度0～1 000 μg/mL范圍內對Caco-2細胞也均無毒性作用。由圖3C可知，在濃度超過1.0 mmol/L后，油酸對HepG2和Caco-2細胞活力均有顯著抑制作用，表明較高濃度的油酸對HepG2和Caco-2細胞有毒性作用。因此，后續實驗采用0.5 mmol/L油酸作為構建細胞模型的上限濃度。

2.4 BFP組分對油酸誘導Caco-2細胞模型中游離脂肪酸吸收的影響

圖4 BFP組分對油酸誘導Caco-2細胞游離脂肪酸吸收的影響Fig.4 Effects of polysaccharide fractions from B.fusco-purpurea on absorption of free fatty acids in Caco-2 cells induced by oleic acid

由圖4可知，與空白組相比，經不同質量濃度（50、500 μg/mL）BFP組分F1、F2和F3處理后，油酸誘導Caco-2細胞對游離脂肪酸的吸收均顯著降低（P＜0.05），表明3 種BFP組分均能有效抑制油酸誘導Caco-2細胞對游離脂肪酸的吸收。其中，組分F1抑制Caco-2細胞吸收游離脂肪酸的活性優于組分F2和F3（P＜0.05）。

2.5 BFP組分對高脂HepG2細胞模型中甘油三酯合成的影響

圖5 BFP對高脂HepG2細胞甘油三酯合成的影響Fig.5 Effects of polysaccharide fractions from B.fusco-purpurea on triglyceride synthesis in high-fat HepG2 cells

由圖5可知，與空白組正常HepG2細胞相比，0.5 mmol/L油酸誘導的模型組高脂HepG2細胞中甘油三酯含量顯著提高（P＜0.05），表明高脂HepG2細胞模型構建成功。與模型組相比，BFP組分F1、F2和F3處理后，0.5 mmol/L油酸誘導高脂HepG2細胞中的甘油三酯含量均顯著降低（P＜0.05），表明3 種BFP組分對高脂HepG2細胞中甘油三酯的積累均具有顯著抑制作用，且隨BFP組分質量濃度的增加，抑制效果也相應增強，呈濃度依賴性。其中，組分F3對高脂HepG2細胞甘油三酯合成的抑制活性最強。

2.6 BFP組分F3對高膽固醇HepG2細胞模型中脂類合成的影響

圖6 BFP組分F3對高膽固醇HepG2細胞中脂類合成的影響Fig.6 Effect of F3 on lipid synthesis in high-cholesterol HepG2 cells

由于BFP組分F3對油酸誘導高脂HepG2細胞中甘油三酯積累的抑制活性最強，選擇組分F3研究其對高膽固醇HepG2細胞模型中脂類合成的影響。由圖6可知，與模型組相比，辛伐他灑組HepG2細胞內甘油三酯和總膽固醇含量均顯著降低（P＜0.05），表明辛伐他灑作為臨床應用的血脂調節劑和膽固醇合成關鍵酶羥甲基戊二酰輔酶A還原酶抑制劑，可有效抑制高膽固醇HepG2細胞模型中的脂類合成。與模型組相比，在質量濃度50～500 μg/mL范圍內，BFP組分F3處理高膽固醇HepG2細胞的胞內甘油三酯和總膽固醇含量均顯著降低（P＜0.05），且呈濃度依賴效應，表明組分F3在實驗所選質量濃度范圍內具有較好的抑制高膽固醇HepG2細胞模型中脂類合成的活性。并且，在較高質量濃度（200～500 μg/mL）范圍內，組分F3抑制高膽固醇HepG2細胞模型中脂類合成的活性顯著優于0.2 μg/mL辛伐他灑（P＜0.05）。

3 討 論

蔡薇[21]的研究結果表明，紅毛藻中提取的粗多糖經Sephadex G75葡聚糖凝膠過濾柱層析和DEAE-cellulose 52陰離子交換柱分離純化得到3 個多糖組分，紅毛藻中提取的粗多糖及3 個組分的得率分別為5.68%、40.8%、6.0%、6.8%，且均為雜多糖，不同組分的單糖組成也存在較大差異。多糖組成是其生物活性差異的基礎。本實驗選取BFP組分F1、F2和F3為研究對象，結果表明，BFP組分F1、F2和F3對胰脂肪酶活力均有顯著抑制作用，其中組分F3表現出的胰脂肪酶活力抑制作用最強，組分F3質量濃度為1 000 μg/mL時胰脂肪酶活力抑制率達到97.35%。酶促動力學分析結果表明，組分F3對胰脂肪酶活力的抑制屬于可逆競爭性抑制。胰脂肪酶是水解膳食中脂類的關鍵酶，在甘油單酯和脂肪酸的消化和吸收中起到重要作用[2]。因此，抑制胰脂肪酶的活性對于治療高脂飲食所導致的高血脂疾病具有重要意義。

過量攝入脂肪后，人體會生成大量游離脂肪酸，進而導致機體甘油三酯積累和相關脂蛋白的分泌，最終增加血脂水平[31]。人體中的甘油三酯主要來源于2 條途徑：小腸黏膜細胞吸收食物中脂肪消化產物（甘油和脂肪酸）重新合成甘油三酯（外源性）；以及肝細胞和脂肪細胞通過非脂類物質生物合成甘油三酯（內源性）。相關研究表明，Caco-2細胞具有小腸黏膜細胞的生理生化功能，多用于與腸道吸收過程相關的研究[31]；HepG2細胞保留了天然肝細胞的正常生化功能，因此被廣泛用于研究甘油三酯在肝臟中的合成能力[28]。因此，本實驗采用油酸誘導Caco-2細胞模型研究BFP組分對游離脂肪酸吸收的影響（外源性）；采用高脂HepG2細胞模型研究BFP組分對甘油三酯合成的影響；采用高膽固醇HepG2細胞模型研究BFP組分F3對脂類合成的影響（內源性），以評價BFP組分的體外降血脂活性。結果表明：在毒性限制質量濃度范圍內，組分F1表現出較強的抑制油酸誘導Caco-2細胞對游離脂肪酸吸收的作用，且具有濃度依賴性（P＜0.05），是抑制Caco-2細胞攝取游離脂肪酸的主要活性組分；組分F3能夠顯著抑制高脂HepG2細胞模型中細胞內甘油三酯的合成（P＜0.05）和高膽固醇HepG2細胞模型中細胞內脂類（總膽固醇和甘油三酯）的合成，且均呈濃度依賴性（P＜0.05）?；诩毎Ｐ蛯嶒灲Y果，認為BFP是一種潛在的天然降血脂活性成分，可應用于調節血脂健康食品的開發，為降血脂健康食品甚至藥品開發提供良好原料。

4 結 論

BFP經分離純化獲得3 個組分F1、F2和F3。組分F1是BFP抑制Caco-2細胞吸收游離脂肪酸的主要活性片段；組分F3可以有效抑制胰脂肪酶活力（IC50＝0.49 mg/mL）；組分F3可抑制高脂HepG2細胞中甘油三酯的合成和高膽固醇HepG2細胞中脂類（甘油三酯和膽固醇）的合成。綜上所述，BFP各組分（主要是F1和F3）共同作用，可通過競爭性抑制胰脂肪酶活性，有效降低外源性膳食脂肪的水解和消化，抑制腸道對游離脂肪酸的吸收；同時，內源性抑制肝臟對甘油三酯的合成，具有潛在的降血脂功效。本研究應用酶活力分析模型和細胞模型評價BFP的潛在降血脂活性，闡明BFP的降血脂活性機制，為提升紅毛藻精深加工產業價值和促進BFP在健康食品、生物醫藥等領域的應用奠定理論基礎。