小麥鎘脅迫響應基因TaMYB1的功能分析

張怡 張心如 張金珂 胡利宗 上官欣欣 鄭曉紅胡娟娟 張聰聰 穆桂清 李成偉

（1. 周口師范學院植物遺傳與分子育種重點實驗室，周口 466001；2. 河南省作物育種與生物反應器重點實驗室，周口 466001；3. 河南工業大學糧油食品學院，鄭州 450000）

重金屬是影響農用地土壤環境質量的主要污染物。2014年公布的《全國土壤污染狀況調查公報》顯示，全國耕地土壤點位超標率為19.4%，重金屬污染物鎘（cadmium, Cd）、汞、砷、銅、鉛、鉻、鋅、鎳等占全部超標點位的82.8%，其中，Cd的超標率高達7%［1］。尚二萍等［2］研究表明，2018年我國糧食主產區的農田重金屬點位超標率為21.5%，4年時間已增長2個百分點，Cd污染比重仍然最高為17.4%，說明我國農田污染程度及污染面積均在增加，尤其是Cd，嚴重威脅農業生產。2023年中央一號文件特別指出要“加強農用地土壤鎘等重金屬污染源頭防治”。Cd在植物中過量積累會嚴重影響植物的正常生長，導致氧化損傷、光合和呼吸作用被抑制、礦質營養元素吸收減弱，使植株葉片枯黃、根尖褐化、生長遲緩，嚴重時甚至導致植株死亡［3］。另外，由于Cd具有可溶性且半衰期較長，會通過食物鏈危害人類健康，已成為全球首要的重金屬污染物［4］。

小麥是我國僅次于水稻的第二大口糧作物，其品質和產量關系著我國糧食生產的安全與穩定，近年來，我國部分小麥主產區的Cd污染日趨嚴重，部分區域Cd污染已達到嚴重污染，小麥籽粒Cd超標率達34.3%-76.7%［5-8］，如何減少土壤和糧食作物的Cd污染，保障糧食安全是我國亟待解決的重要問題。目前，治理Cd土壤污染的措施主要有物理法、化學法、植物修復、低Cd積累品種選育，但物理法和化學法效果不佳且二次污染潛在風險較高［9-10］。植物修復主要利用Cd超積累植物將土壤中Cd富集到植物體內并轉移到地上部，通過收集植物從而達到凈化土壤的效果，較物理法和化學法對環境和人類更友好。然而，大部分超積累植物由于生物量小、生長緩慢導致實際修復效果不佳，并限制下游應用［11］。因此，基于我國Cd污染現狀，挖掘植物Cd耐受基因，利用植物育種的方法培育低Cd積累品種或耐Cd品種，是實現小麥糧食安全的重要且可持續的手段，具有重要的現實意義和應用價值。

植物的Cd積累和耐受機制是由一系列基因構成的高度復雜的信號調控網絡，近年來，在水稻和擬南芥等植物中的研究表明，由lncRNAs、microRNAs和轉錄因子組成的多層轉錄網絡響應Cd脅迫，如lncRNA2705.1和lncRNA11415.1通過調控它們的靶基因L-乳酸脫氫酶A（LDHA）和熱休克蛋白18.1（HSP18.1）增強白樺對Cd脅迫的耐受［12］，水稻lncRNA-XLOC_086307通過調控絲氨酸代謝途徑相關基因響應Cd脅迫［13］；油菜、水稻和大麥的microRNAs如miR167、miR166、miR156等在調控植物Cd運輸和耐受中起重要作用［14-16］；小麥和擬南芥轉錄因子TaWRKY74和AtWRKY12通過影響谷胱甘肽合成途徑相關基因的表達參與植物對Cd的耐受［17-18］。MYB家族是參與調控各種生物學過程的重要轉錄因子［19-21］，根據MYB轉錄因子的數量、位置及高度保守結構域，MYB家族分為4類：1R-MYB/MYB-related、R2R3-MYB、R1R2R3-M YB和4R-MYB［22］。水稻和苧麻等植物的研究表明，MYB轉錄因子響應重金屬Cd的脅迫，在調控植物Cd耐受調控網絡中起重要作用［23-27］。然而，小麥的MYB轉錄因子在重金屬Cd脅迫中的生物學功能研究較少。

本研究以酵母和小麥為研究材料，通過在酵母培養基中加入不同濃度的Cd篩選Cd脅迫小麥根系酵母雙雜交文庫，獲得小麥Cd脅迫應答相關基因TaMYB1，利用病毒誘導的基因沉默技術對TaMYB1進行功能驗證和表型分析，并對其進行生物信息學分析，為TaMYB1響應Cd脅迫的功能研究和低積累Cd小麥新品種的培育奠定基礎。

1 材料與方法

1.1 材料

植物材料為周麥26，由河南省作物分子育種與生物反應器重點實驗室提供。

1.2 方法

1.2.1 Cd脅迫野生型小麥 小麥種子表面消毒后，放置于光照16 h（25℃）/黑暗8 h（15℃）、濕度60%的人工氣候箱中，水培至一葉一心期后，挑選長勢一致的小麥幼苗，部分幼苗作為對照在Hoagland全營養液中培養，部分幼苗在Hoagland全營養液中加入0.2 mmol/L的CdCl2進行處理，一部分植株在處理0、3、6、12和24 h后分別對地上部分和根系取樣，液氮速凍后-80℃保存備用；另一部分植株在CdCl2處理10 d后，觀察小麥生長狀態，取其根系洗干凈后在液氮中速凍，置于-80℃保存，并測量不同處理植株的地上部和根系長度，同時將植株于105℃烘箱中烘干測其干重。

1.2.2 小麥根系總RNA提取和cDNA反轉錄 利用TRIzol試劑（Invitrogen公司）提取高質量小麥RNA，部分RNA參照cDNA反轉錄試劑盒（TaKaRa，RR047A）說明書合成cDNA，用于基因克隆和實時熒光定量PCR反應。

1.2.3 Cd脅迫小麥根系酵母雙雜交文庫的構建及篩選 取1.2.2中提取的Cd脅迫后高質量小麥RNA，使用Clontech公司試劑盒Make Your Own “Mate &P1ate” Library System Kit（Cat. No. 630490）構建Cd脅迫的小麥根系酵母雙雜交文庫，并對文庫質量進行檢測。同時，將空載體pGADT7轉化入野生型酵母菌株Y187中，作為后續文庫篩選的對照。

1.2.4 小麥Cd脅迫應答相關基因的篩選及生長曲線測定 首先在酵母培養基SD-Leu中加入不同濃度的Cd對轉化有pGADT7空載體的酵母Y187進行臨界濃度篩選［28］，篩選到抑制pGADT7空載體酵母生長的臨界濃度后，將Cd誘導小麥根系酵母雙雜交文庫涂布在臨界Cd濃度的培養基上，30℃培養3-5 d，利用玻璃珠液氮法提取酵母質粒［29］，并對質粒進行測序和序列比對分析。此外，挑取對照酵母菌落和耐Cd脅迫的酵母菌落于添加0.004 mol/L CdCl2的SD-Leu液體培養基中，30℃，220 r/min搖菌，每隔12 h取菌液，取樣到60 h，測OD600，并記錄數據。

1.2.5 Cd脅迫應答基因功能驗證 將1.2.3獲得的酵母質粒在NCBI中進行BLAST比對獲得目的基因，下載TaMYB1（Accession No. XM_020305596.1）的CDS序列，設計病毒誘導基因沉默（virus-induced gene silencing, VIGS）引物并進行PCR擴增。PCR反應體系：上下游引物（TaMYB1-F/R）各1 μL（表1）、2×高保真mix酶（Novo protein, E035）25 μL、小麥cDNA 1 μL，加水至50 μL；PCR反應程序：94℃ 90 s；94℃ 20 s，58℃ 20 s，72℃ 30 s，30次循環；72℃ 5 min。將PCR產物純化后，利用同源重組技術（Novo protein, NR005）構建至煙草脆裂病毒（tobacco rattle virus, TRV）載體pYL156，送至生物公司測序，將陽性重組載體TRV: TaMYB1和pYL156空載體分別轉化至農桿菌GV3101，VIGS侵染方法如下：小麥種子表面消毒后在培養箱中萌發出2-3 mm新芽，將轉化后對照質粒、重組質粒，以及輔助侵染質粒pYL192的農桿菌菌液培養至一定濃度，分別取pYL192輔助質粒與重組質粒、對照質粒菌液等量混合（加入19.62 mg/L乙酰丁香酮、400 mg/L半胱氨酸和5 mL/L吐溫20），將消毒過的小麥種子放置其中，抽真空處理30 s，重復2-3次。之后將種子置于混懸液中28℃共培養3 h，再用無菌水沖洗種子表面的農桿菌，移至滅菌營養土中培養［30］。

表1 引物序列Table 1 Primer sequences

1.2.6 小麥Cd含量及生理指標檢測 在轉有TRV:TaMYB1重組質粒和對照質粒的農桿菌侵染16 d后的小麥植株和對照植株根系澆灌0.2 mmol/L的CdCl2溶液，10 d后分別取對照植株和TaMYB1瞬時沉默植株的根系和葉片，清水洗干凈后，105℃殺青30min，80℃烘干至恒重，分別取0.2 g根系和葉片送至農業農村部農產品質量監督檢驗測試中心（昆明），采用電感耦合等離子體質譜儀進行Cd含量檢測。

選取上述正常生長和Cd處理的對照植株和TaMYB1沉默植株不同株系的葉片，葉綠素含量測定采用丙酮-乙醇提取法［31］，MDA含量、SOD活性、POD活性均用南京建成生物工程研究所生產的試劑盒測定，測定方法按照試劑盒說明。

1.2.7 RT-qPCR 以CdCl2處理0、12、24、36和48 h的地上部分和根系RNA為模板，利用RT-qPCR反應分析TaMYB1是否響應Cd脅迫；同時以1.2.6剩余的TaMYB1瞬時沉默植株和對照植株的小麥根系和葉片為模板，進行RT-qPCR反應，分析TaMYB1的相對表達量。反應體系：2×SYBR Premix Ex Taq（TaKaRa, RR420A）10 μL、PCR上下游引物（TaMYB1-qPCR-F/R）各0.4 μL（表1）、小麥cDNA 2.0 μL和去離子水7.2 μL。反應程序：95℃ 10 s；95℃5 s，60℃ 30 s，40次循環，以TaActin（Accession No. KC775780）作為內參基因，每個處理進行3次重復，使用相對定量法2-ΔΔCt進行RNA轉錄本變化分析。

1.2.8 生物信息學分析 為闡明TaMYB1及其同源基因的序列與進化特征，利用Pfam在線工具對小麥TaMYB1及其同源基因的結構域組成進行鑒定［32］，期望值E小于0.01，其他參數默認。同時，利用ClustalW軟件對小麥TaMYB1及其同源蛋白進行比對［33］，并將比對結果導入MEGA X軟件中［34］，采用最大似然法構建系統進化樹，進化樹注釋由iTOL軟件執行［35］。此外，利用GSDS［36］、MEME［37］和Weblogo［38］工具詳細剖析TaMYB1及其同源基因的結構特征、保守基序組成與結構域隱馬爾科夫模型。最后，以Pingault等［39］的轉錄組數據為對象，從ArrayExpress下載原始數據，利用TopHat和Cufflinks對這些數據進行分析［40］，最終獲取小麥TaMYB1及其同源基因的TPM值，利用這些TPM值矩陣，繪制出基因表達熱圖，此過程由HemI工具完成［41］。

1.2.9 數據分析 采用獨立樣本的t檢驗及LSD、Duncan檢驗（P≤0.01和P≤0.05）的單因素方差分析（ANOVA）對植株根系、地上部、基因的表達量、鎘含量以及各種生理指進行分析，所有分析均參考SPSS Statistics 19.0軟件的操作說明。

2 結果

2.1 Cd脅迫抑制小麥根長和生物量

周麥26小麥幼苗在含有0.2 mmol/L的CdCl2的Hoagland全營養液中培養10 d后，結果發現，與對照植株相比，Cd脅迫小麥植株的根長表現出明顯差異（圖1-A, B），地上部分長度有所降低（圖1-D），但未達到顯著性差異，Cd脅迫植株的根長與對照植株相比顯著縮短，表明Cd脅迫明顯抑制小麥根長的生長，同時對其生物量進行分析發現，Cd脅迫減少了小麥植株的生物量。結果表明，Cd脅迫主要抑制小麥根系的發育。

圖1 Cd脅迫小麥表型檢測Fig. 1 Phenotype analysis of wheat plant under Cd stress

2.2 Cd脅迫小麥根系酵母雙雜交cDNA文庫的構建及質量檢測

采用TRIzol試劑提取高質量的Cd脅迫小麥根系RNA（圖2-A），采用SMART技術反轉錄獲得高純度的cDNA（圖2-B），并利用柱層析法純化cDNA（圖2-C），構建Cd脅迫小麥根系酵母cDNA文庫。通過計數酵母文庫克隆發現，小麥cDNA文庫滴度為4.6×107CFU /mL。隨機挑取32個酵母克隆進行PCR檢測，均可擴增出條帶，且插入片段長度分布在300-3 000 bp，重組率約為99%（圖2-D, E），表明構建的cDNA文庫質量較好。

圖2 Cd脅迫小麥根系的酵母雙雜交文庫質量檢測Fig. 2 Quality detection of yeast two-hybrid library of wheat roots under Cd stress

2.3 耐Cd脅迫酵母菌落篩選和生長曲線測定

通過對轉化有pGADT7空載體的酵母Y187進行Cd臨界濃度篩選的結果發現，轉化pGADT7空載體的酵母在含0.002 mol/L CdCl2培養基上不能生長，因此，采用0.002 mol/L CdCl2作為臨界濃度對酵母文庫進行篩選，在含0.002、0.003和0.004 mol/L CdCl2培養基上共篩選18個陽性耐Cd轉化子（圖3），提取酵母質粒、測序并比對，共獲得4個候選基因，其中5個轉化子（編號1、2、4、11和14）均編碼轉錄因子基因TaMYB1，因此，選取TaMYB1作為目標基因并對其進行功能驗證。進一步檢測轉化pGADT7和pGADT7-TaMYB1的酵母分別在正常培養基和高Cd培養基（0.004 mol/L）中的生長曲線，結果發現，在正常培養基中，2種酵母生長速率相當（圖4-A）。而在高Cd培養基中，轉化pGADT7的對照菌株其生長速率明顯受到抑制，而轉化pGADT7-TaMYB1的酵母菌株則生長良好，表明TaMYB1的表達提高了酵母的耐Cd能力（圖4-B）。

圖3 轉化子在添加不同Cd濃度的培養基上生長情況Fig. 3 Transformants with the medium containing different cadmium concentration

圖4 酵母菌落在添加CdCl2的SD-Leu培養基中的生長曲線Fig. 4 Growth curves of yeast colonies in the SD-Leu medium added with CdCl2

2.4 TaMYB1響應Cd脅迫的表達模式

在Cd脅迫的不同時間點，利用RT-qPCR分析TaMYB1在小麥幼苗不同組織中的表達情況，并使用Origin 9軟件分析數據。結果表明，在Cd脅迫濃度為0.2 mmol/L時，TaMYB1在小麥根系中的相對表達量呈先升高后下降的趨勢，與對照相比，Cd脅迫處理3、6、12和24 h后，TaMYB1在小麥根系中的轉錄水平分別上升1.26、1.69、2.97和2.49倍（圖5-A）。而TaMYB1在地上部分中相對表達量呈整體上升的趨勢，Cd脅迫處理3和6 h，TaMYB1相對表達量分別上調了1.61和1.47倍，之后逐漸上升，在處理24 h達到最高峰，約為對照的2.86倍（圖5-B）。結果表明，TaMYB1在小麥幼苗中響應Cd脅迫。

圖5 TaMYB1響應Cd脅迫表達量分析Fig. 5 Expression analysis of TaMYB1 under Cd stress

2.5 Cd脅迫應答基因TaMYB1功能驗證

采用同源重組的方法將TaMYB1 CDS區域的529-728 bp構建至TRV病毒載體pYL156，TRV病毒接種小麥16 d后分別進行Cd脅迫處理10 d，結果發現，正常生長條件下，TaMYB1沉默植株（TRV:TaMYB1）和對照植株（TRV:00）均正常生長，然而，0.2 mmol/L的CdCl2脅迫處理的TRV:00植株生長受到嚴重抑制，植株矮小，根系總根長明顯縮短，葉片枯萎發黃，TRV:TaMYB1植株受到Cd脅迫后生長良好，與正常條件下的TaMYB1沉默植株和對照植株生長態勢相當（圖6-A）。RT-qPCR結果表明，與對照相比，TRV:TaMYB1植株的根系和葉片中TaMYB1的表達量顯著下降，表明沉默效果良好（圖6-B）。采用電感耦合等離子體質譜儀對TRV:00和TRV:TaMYB1植株根系和葉片中的Cd含量進行檢測，結果表明，TRV:00植株的根系和葉片Cd含量均顯著高于TRV:TaMYB1植株，且根系Cd含量遠高于葉片Cd含量（圖6-C）。此外，分別對TRV:00和TRV:TaMYB1植株葉片中的葉綠素含量、抗氧化酶類SOD、POD活性和MDA含量等生理指標進行檢測，結果發現，受到Cd脅迫后，TRV:00植株葉片的葉綠素含量、SOD和POD活性均明顯低于TRV:TaMYB1植株（圖7-A, C, D），而TRV:00植株葉片的MDA含量則顯著高于TRV:TaMYB1植株（圖7-B）。表明沉默TaMYB1可能通過提高葉綠素含量、SOD和POD活性抵抗Cd對植物的毒害，從而降低小麥植株地上部和根系的Cd含量。

圖6 沉默TaMYB1基因增強小麥對Cd耐受Fig. 6 Silencing of TaMYB1 enhanced wheat tolerance to cadmium

圖7 TaMYB1沉默和對照植株在正常條件和Cd脅迫后的生理指標檢測Fig. 7 Physiological index detection of TaMYB1 gene-silenced and control plants under normal conditions and cadmium stress

2.6 TaMYB1及其同源基因的鑒定與系統進化關系

以TaMYB1（圖8實心五角星）及其在擬南芥和水稻中的同源基因作為檢索序列，在小麥基因組中共鑒定出43個TaMYB基因（命名為TaMYB1L1-TaMYB1L43，圖8空心五角星），比對分析發現該TaMYB1定位于小麥D亞基因組的第2染色體上，其在A和B亞基因組中的同源基因命名為TaMYB1L2和TaMYB1L5，對15個擬南芥、17個番茄、18個水稻、22個玉米、20個二穗短柄草以及44個TaMYB蛋白進行系統進化分析，結果表明，小麥TaMYB1及其他植物同源基因被分為6大類群（圖8），TaMYB1與同源基因TaMYB1L2、TaMYB1L5聚在同一支上；除了1個類群中缺失小麥TaMYB1L基因外，剩余類群中均包括多個TaMYB1L基因；此外，除了少數成員外，絕大部分TaMYB1及TaMYB1L蛋白均含有保守的MYB和CC結構域組成模式，這說明少數成員在進化過程中丟失了MYB結構域。

圖8 TaMYB1及其他物種同源蛋白的系統進化關系Fig. 8 Phylogenetic relationships of TaMYB1 and its homologous proteins in other species

2.7 TaMYB1及其同源基因的序列特征

為在系統進化背景下，闡明TaMYB1及其在小麥中同源基因的序列特性，對這些基因的系統進化、保守基序和結構模式進行分析，結果顯示，在小麥TaMYB1同源基因的系統進化樹末端，大多數進化分支上存在3個不同TaMYB1同源基因，分別定位于小麥A、B和D亞基因組，序列特征具有高度相似性（圖9-A）；TaMYB1屬于1R-MYB家族成員，與其在小麥中同源基因的基因結構包含10個保守基序，TaMYB1包含motif1、motif2、motif3、motif4、motif7和motif9，其中核心基序為motif1和motif2；根據基序的組成和順序，TaMYB1及其在小麥中同源基因共分為15種基序結構模式，TaMYB1的結構模式為motif7-motif1-motif3-motif2-motif4-motif9，基序結構模式類型為motif1-motif3-motif2-motif4-motif5-motif6的成員最多（圖9-B）；保守基序motif1和motif2與MYB家族的保守結構域MYB和MYB-CC存在部分蛋白序列重疊（圖9-D-E）；內含子數目和相位結果表明，TaMYB1包含7個外顯子和6個內含子（圖9-C）。

圖9 TaMYB1及其小麥同源基因的序列特征及系統進化關系Fig. 9 Sequence features and phylogenetic relationships of TaMYB1 and its homologous genes in wheat

2.8 TaMYB1及其同源基因的組織表達規律

為進一步分析TaMYB1在正常組織中的表達情況，利用前人的RNA-seq數據［42］，對TaMYB1及其43個同源基因在不同發育階段的根、莖、葉、穗和種子（15個樣品）進行表達譜分析，結果表明，小麥TaMYB1（圖10實心五角星）與TaMYB1Ls的組織表達模式呈現出較高的多樣性，這意味著TaMYB1及其43個同源基因可能參與諸多生物學功能；與其他TaMYB1Ls不同，TaMYB1在拔節中期的花序和成熟期的花序中表達最高，在灌漿前期種子和灌漿中后期種子中表達量最低，這說明TaMYB1在不同組織中已經形成了獨特的表達模式（圖10）。

圖10 TaMYB1及其小麥中同源基因的組織表達譜Fig. 10 Tissue expression profile of TaMYB1 and its homologous genes in wheat

3 討論

植物在長期的進化和發育過程中，進化出了一系列響應Cd脅迫的轉錄調控和翻譯后調控網絡，轉錄因子在其中發揮著重要作用。小麥MYB基因的研究主要集中在響應生物脅迫方面，如過表達R2R3-MYB成員TaRIM1增強小麥對禾谷絲核菌的抗性［43］；過表達R2R3-MYB成員TaMYB391正調控小麥對條銹菌的抗性［44］；MYB蛋白TaPIMP2受真菌誘導表達，并上調水楊酸和茉莉酸的水平［45］。而目前小麥MYB家族成員在響應Cd脅迫方面的研究報道較少。本研究通過釀酒酵母篩選小麥耐Cd脅迫酵母菌株，獲得小麥Cd脅迫應答基因TaMYB1，病毒誘導TaMYB1沉默試驗結果表明，對照植株在Cd脅迫下植株生長受到抑制。然而，TaMYB1沉默植株在Cd脅迫下的生長狀態明顯優于對照植株，且TaMYB1沉默植株根系和葉片的Cd含量顯著低于對照植株，表明TaMYB1參與了小麥對重金屬Cd的調控機制。TaMYB1沉默區域是MYB-CC結構域高度保守區，推斷可能同時沉默了TaMYB1及其同源基因。與本研究結果一致，水稻R2R3類型成員OsMYB49過表達植株顯著增加Cd的積累，而Osmyb49突變體則減少Cd的積累［25］。另外，Hu等［24］研究結果發現水稻R2R3-MYB蛋白OsMYB45受重金屬Cd誘導表達，突變體Osmyb45降低了水稻對Cd脅迫的耐受；苧麻1R-MYB蛋白BnMYB2正調控Cd的耐受和積累［26］。由此推測，MYB家族的不同成員在不同植物中的功能存在差異。同時，研究者對低積累和高積累Cd型馬鈴薯以及Cd脅迫下的小麥進行轉錄組測序，差異表達基因結果分析發現，MYB基因家族成員數目均位列第二，表明MYB家族成員在植物響應Cd脅迫中發揮重要作用［46-47］。

植物中的轉錄因子通過激活下游基因的表達從而參與各種生物學功能，結合前人研究和生物信息學分析預測，轉錄因子TaMYB1的靶基因中存在多個重金屬相關異戊二烯化植物蛋白（heavy metalassociated isoprenylated plant protein, HIPPs），而在擬南芥中沉默大白菜BcHIPP16降低了植株的Cd含量，推測在小麥中TaMYB1可能也采用相似的作用機制降低Cd含量，在植物中尤其是多倍體物種的金屬離子調控機制較酵母更為復雜［48］，從而導致在酵母中的試驗結果與小麥中相反，后期將進一步利用酵母單雜交技術篩選TaMYB1并驗證下游靶基因的功能。

植物在受到重金屬脅迫后會造成活性氧的激增，進而損傷植物細胞，經過長期進化，植物激活抗氧化系統清除過量的活性氧，避免對植物細胞的毒害作用，同時，MDA是Cd脅迫引起植物膜脂過氧化的主要產物之一，可加劇細胞的損傷，是研究抗性生理的參考指標［49］。研究發現，植物可以通過提高SOD、POD活性來抵抗重金屬Cd脅迫造成的氧化傷害［50］。本研究檢測了TaMYB1沉默植株和對照植株在正常生長條件和Cd脅迫下的葉綠素含量、SOD、POD活性和MDA含量，與前人研究結果類似［51-52］，相對于對照植株，TaMYB1沉默植株增強了Cd的耐受，葉綠素含量、SOD和POD活性均顯著上升，而MDA含量則顯著下降。以上結果推測，TaMYB1的沉默降低了MDA的含量，增強了小麥的抗氧化酶系，降低了Cd對小麥的毒害損傷。綜上所述，本研究為小麥MYB家族響應重金屬Cd脅迫的功能研究奠定基礎，后續將利用基因編輯技術獲得TaMYB1的編輯植株，為重金屬Cd污染的農田土壤修復提供借鑒。

4 結論

Cd脅迫條件下嚴重影響了小麥的生長，尤其是根；構建了Cd脅迫小麥根系酵母雙雜交cDNA文庫，篩選獲得Cd脅迫應答基因TaMYB1；TaMYB1是MYB家族的1R-MYB成員，TaMYB1沉默降低了植株Cd含量，增強小麥對Cd的耐受性。