運動過程中單羧酸轉運蛋白(MCTs)作用的研究進展

程澤鵬，馮鈺，史仍飛

(上海體育學院 運動科學學院，上海 200438)

運動過程中單羧酸轉運蛋白(MCTs)作用的研究進展

程澤鵬，馮鈺，史仍飛*

(上海體育學院 運動科學學院，上海 200438)

乳酸是運動過程中糖酵解的產物，乳酸的消除通過多種途徑的乳酸穿梭得以完成，乳酸穿梭是在單羧酸轉運蛋白的幫助下進行的乳酸跨膜運輸，有助于乳酸的消除。研究發現運動中起主要調節作用的是MCT1和MCT4，主要對MCTs的結構、功能、分布、調控以及抑制劑進行綜述，并進一步探討MCT1和MCT4在不同運動狀態下對乳酸代謝調控的重要作用。

單羧酸轉運蛋白；乳酸；運動；糖酵解

乳酸是機體糖酵解代謝的終產物，在正常生理pH狀態下主要以離子形式存在。大強度運動時糖酵解生成的乳酸，使細胞內H+濃度上升，pH值降低，乳酸的消除首先是通過乳酸的穿梭過程，而后進一步氧化分解、糖異生等途徑。其中乳酸的穿梭依賴于單羧酸轉運蛋白(Monocarboxylate transporters，MCTs)。MCTs是一種跨膜蛋白，可使乳酸順著跨膜蛋白彌散到細胞外液進而擴散到全身。機體的乳酸穿梭主要有細胞間乳酸穿梭、細胞內乳酸穿梭以及星形膠質細胞—神經元乳酸穿梭等。目前已知MCTs有14個亞型，分布在不同的組織細胞，并與輔助蛋白結合，發揮作用。其中，運動時轉運乳酸主要依賴MCT1和MCT4。此外，MCTs的抑制劑也是近年來研究的熱點。因此，本文主要針對以上幾點對MCTs的研究進展進行了綜述。

1 MCTs的結構

研究表明，MCTs有14個亞型，根據其家族基因，又編碼為SLC16A[1]。從蛋白質的水解與拓撲學分析，MCTs家族全部成員的拓撲結構都是由N-端、C-端和12個跨膜域(Transmembrane domain,TM域)組成(圖1)。TM域中，TM1和TM5有兩個高度保守的序列[2],MCTs各成員間的序列恒定性在疏水區最大，在親水區最小，C-端序列保守性比N-端低，這可能與MCTs家族各成員不同的生物學功能有關。目前為止，在對于MCTs研究中，還沒有關于MCTs晶體的報道，但是Halestrap等人基于分子模型、大腸桿菌甘油磷酸轉運體GlpT結構、定點誘變以及DIDS結合位點，提出了MCTs的3D模型[3]。這意味著質膜上MCT1的結構可能在兩種狀態下擺動：一個底物結合位點的封閉式構象和一個細胞外的開放式構象。

MCTs的功能各不相同，需要輔助蛋白幫助它們精確運輸并定位到質膜。與MCTs有關的輔助蛋白主要是basigin(又稱為CD147)與embigin(又稱為gp-70)，MCT1和MCT4需要與basigin結合才能發揮正常的生物學功能。因此，MCTs在機體內的生物學功能也受其分子伴侶的調控[4]。

圖1 單羧酸轉運蛋白家族和輔助蛋白CD147的拓撲結構

2 乳酸穿梭

2.1細胞間乳酸穿梭

Brooks在1985年首次提出“細胞間乳酸穿梭”理論，隨后發現，MCT1、MCT4在細胞間乳酸穿梭的功能顯著不同。MCT1存在氧化型慢肌細胞膜和細胞內部，控制乳酸的攝取和內流，與乳酸轉運和氧化有關。MCT4在酵解型快肌中高表達，在氧化型慢肌中低表達，與乳酸排出和外流有關。高強度訓練下生成的乳酸，一部分擴散到鄰近具有氧化特性的肌纖維，利用乳酸進行氧化供能，一部分進入循環系統被其他肌纖維氧化利用。因此，乳酸作為代謝中間產物，無論在休息或運動時都是一個動態攝取和釋放的過程。[5]

2.2星形膠質細胞—神經元乳酸穿梭

中樞神經系統內的神經元膠質細胞之間存在乳酸穿梭，膠質細胞通過依賴谷氨酸介導的方式產生乳酸，作為神經元供能底物。神經元的能量物質來源于周圍的星形膠質細胞釋放的乳酸，由此推出“星形膠質細胞—神經元乳酸穿梭”理論(圖2)。

圖2 星形膠質細胞-神經元乳酸穿梭機制

但就上述理論也存在不同觀點，有研究在成熟小鼠海馬腦片的突觸活動過程中同時測量電生理和代謝參數，發現神經元和星形膠質細胞均進行糖酵解和氧化磷酸化以滿足其能源需求。隨后又用丙酮酸或乳酸補充或替代人造腦脊液中的葡萄糖，發現可顯著改變與突觸活動相關能量代謝的參數，這些改變與ATP含量、pH、Ca2+或ROS累積無關。

因此，研究不認為神經元優先利用星形膠質細胞釋放乳酸，而是認為葡萄糖是神經元和星形膠質細胞的有效能量底物[6]。最近研究中，Mlody等人發現，多功能干細胞會導致糖酵解水平降低，其作用于神經元前體細胞，使神經元氧化磷酸化水平增加，膠質細胞糖酵解水平增加[7]。

3 運動過程中MCTs的功能

MCT1和MCT4在乳酸轉運和調節H+方面具有重要作用。乳酸生成來源于糖酵解，而糖酵解又是劇烈運動的主要供能方式，所以運動中肌肉是產生乳酸最多的部位[8]。運動中乳酸過量生成，使細胞內環境酸化，細胞生長受抑制，對糖酵解有抑制作用。若在運動中獲得較高糖酵解率，使細胞快速生長，必須將乳酸轉運出細胞。因此，MCT1和MCT4對于運動中乳酸穿梭意義重大。

3.1急性運動

短時間的低強度運動，MCT1增加，MCT4無顯著變化。長時間的低強度運動，MCT1和MCT4含量均增加，且MCT1含量變化幾乎是MCT4的兩倍，這表明了適度運動無法提高MCT4的表達[9]，同時在蛋白表達上，MCT1比MCT4更為敏感[10]。還有研究發現，大強度力竭運動，MCT1和MCT4含量均上升[11]。于是認為，骨骼肌收縮是刺激MCTs含量增加的重要手段，其中MCT4含量的增加依賴于高強度的骨骼肌收縮運動[12]，而運動強度的變化則是引起MCTs含量改變的重要因素。

3.2長期運動

研究發現，只有在運動強度不過小且維持較長時間的長期運動中，MCT1含量才能顯著增加[13]。且在運動中，MCT1含量越高，生成的乳酸越少，這表明肌肉中的MCT1含量與血乳酸濃度呈負相關。此外，MCT1還受運動量累積與運動階段的影響。長期中低強度的耐力運動有利于骨髓幼紅細胞MCT1增加，這是由于幼紅細胞與總紅細胞比值的升高。而長期較大強度的耐力運動則提高了細胞膜上MCTs的Na+/H+轉運泵含量，在增加血流量的同時也增加了乳酸和H+的清除能力。于是認為，長期耐力運動改變了乳酸在血漿和紅細胞之間的分布。

3.3低氧

高海拔運動時，肌肉氧含量下降進而刺激了相關基因的表達，導致肌肉低氧適應[14]。目前研究發現，4100 m海拔時，MCT1和MCT4的含量沒有變化，但肌纖維膜上碳酸酐酶濃度的改變，可能是通過調控pH值提高了乳酸和質子通過肌纖維膜的能力。4300 m海拔時，MCT1和MCT4含量增加。隨后進行的動物實驗發現，長期低氧條件下的MCTs含量顯著大于常氧條件下，但乳酸運輸能力沒有改變[15]。然而，5500 m海拔時，乳酸運輸能力提高，MCT4含量增加，MCT1沒有增加[16]。這些研究表明，不同水平的海拔對于MCTs的影響存在差異。

4 MCTs的分布、調控以及抑制劑

4.1 MCTs的分布

MCTs廣泛表達于組織中，如腦、骨骼肌、心、腸和腎。MCTs已被確認存在于所有真核生物，可運輸多種底物。(表1)。

表1 MCT家族轉運體

MCT1尤其集中于氧化型肌纖維(type I)。同時，MCT1還在大腦內皮細胞、星形膠質細胞、少突膠質細胞[23]和小角質細胞[24]被發現。還包括特定大腦區域的一些神經元亞群，如下丘腦[12]。此外，在周圍神經系統的神經內膜，MCT1在雪旺細胞和背根神經節的神經元中也被發現[18]。MCT4主要表達于高度糖酵解細胞，用于排出糖酵解產生的乳酸。而在周圍神經系統，MCT4表達于雪旺細胞[18]。

4.2 MCTs的調控

SLC16A1/MCT1 基因表達能夠通過細胞和組織類型以及代謝需求來調控不同的通路。 在骨骼肌中，增加的Ca2+和AMP水平是由于長期慢性刺激或運動，其增加了鈣調磷酸酶(Calcienuirn,CN)和AMP依賴的蛋白激酶(Adenosine 5'-monophosphate (AMP)-activated protein kinase，AMPK)。肌肉運動控制MCT1的表達是取決于激活活化T細胞核因子蛋白(Nucleus Factor of Activated T cell，NFAT)基因啟動子的結合。當AMP水平上升，AMPK刺激了轉錄共激活因子PGC-1α，上調了MCT1表達以及促進高度氧化肌纖維的形成。據此，研究還發現，小鼠運動刺激導致MCT1和MCT4的mRNA水平瞬間增加，這是由于AMPK參與了上游信號的調控[25]。

在其他的報道中，AMPK被AICAR直接激活已被證實，是由于AICAR刺激MCT1基因啟動子上L6成肌細胞和HepG2肝癌細胞的活性，但MCT4啟動子活性卻明顯降低[3]。AICAR被報道在支持細胞上減少了MCT1基因啟動子的活性，盡管骨骼肌中僅有MCT4蛋白表達增加，而甲狀腺素T3也可能增加MCT1和MCT4的mRNA水平。SLC16A3/MCT4啟動子活性通過缺氧刺激，其缺氧誘導因子HIF-1結合了兩個位于上游轉錄起始處的缺氧反應元件HRE[3]。因此，低氧在許多類型的細胞中上調了MCT4的表達，這可以進一步聯系到運動過程中。

運動導致MCT1和MCT4增加，是由于運動引起的肌肉收縮機制導致其含量變化。AMPK可以調節各種蛋白的相關代謝，運動中主要調控MCT1和MCT4的表達。目前研究發現，MCT1表達受PGC-1+調控，乳酸濃度和線粒體氧化消耗的瞬間增加產生了ROS，這可能激活了轉錄信號網。ROS磷酸化了p38MAPK和AMPK，二者通過能量變化被激活，隨著反應發生進一步激活PGC-1+。這證明了在PGC-1+和CD147蛋白表達上，經PGC-1+轉染和慢性肌肉刺激后，與肌肉氧化能力增加有密切關系[26]。

此外，乳酸還可能作為一個細胞信號分子“lactormone”，涉及到ROS生成，上調了基因和蛋白的表達。同時還發現在AICAR干預下，MCT1和MCT4水平在受神經支配的肌肉中有顯著增加。AICAR在特異性肌纖維中增加MCT4的mRNA和蛋白水平，誘導的MCT4的表達可被Compound C和AMPK抑制劑阻隔，這表明AMPK在骨骼肌中激活了葡萄糖和乳酸轉運的重大意義[27]。而在此前報道中，AMPK在紅白腓腸肌中激活了MCT4,使其含量增加，推測肌纖維類型對MCT4含量變化幾乎沒有影響。后續研究發現，當磷酸化的AMPK蛋白水平沒有改變時，AMPK蛋白水平在去神經肌肉中下降。在通過急性運動或AICAR注射后，AMPK在幾小時后恢復到一個基礎的水平。因此，證明了在休息時不能改變AMPK的活動，運動若要激活AMPK可能需要增加或維持下游目標。

4.3 MCTs的抑制劑

MCTs存在多種抑制劑，不同亞型所對應的抑制劑各不相同。pCMBS作為MCT1的抑制劑，其抑制機制通過結合MCT1輔助蛋白basigin。而MCT1與basigin的共同作用是腫瘤細胞生長的關鍵，因此可以通過阻止MCT1與輔助蛋白結合來抑制糖酵解進而治愈癌癥[28]。最近的研究發現[29]，7ACC在腫瘤細胞中能調控MCT1和MCT4表達，但7ACC只能抑制乳酸流入，不能抑制乳酸流出。與此同時，MCT1還有一種抑制劑AZD3965[30]，作用于缺乏MCT4的腫瘤細胞，用于治療彌漫性大B細胞淋巴瘤和Burkitt淋巴瘤。AZD3965治療是在MCT4蛋白低表達時，使細胞內乳酸水平的迅速上升，并抑制淋巴瘤細胞增殖，隨后在淋巴瘤細胞誘導代謝變化，對糖酵解產生反饋抑制。此外，研究還發現AR-C155858在非洲爪蟾細胞中被發現，對MCT1和MCT2都有抑制效應[31]，其抑制MCT1介導L-乳酸轉運且與MCT1結合發生在細胞質內，結合位點是MCT1的C-末端，不涉及TM域的7—10片段。

5 小結與展望

作為乳酸運載體的MCTs，在乳酸的清除中發揮重要作用。運動中，MCT1和MCT4是調控糖酵解水平的關鍵因素，MCT1調控乳酸的攝取與內流，MCT4調控乳酸的排出與外流。在二者共同作用下，乳酸完成跨膜轉運實現乳酸消除，但其轉運乳酸能力在不同運動狀態下存在差異。此外，與其他載體類似，MCTs也存在抑制劑，影響機體正?；顒踊騽×疫\動時糖酵解的代謝狀況。

目前關于MCTs在運動過程的研究，盡管證實了MCTs在調控肌肉PH和促進乳酸穿梭中發揮重要作用，但急性運動和長期運動對MCTs兩種亞型的影響仍不詳盡。需進一步研究闡明運動中MCTs存在的潛在機制和蛋白表達的轉錄，探索促進MCTs含量提高和乳酸轉運能力增加的最佳訓練強度和間歇時間。同時，深入研究并證實引起MCTs含量和乳酸轉運能力增加的其他代謝參數。在病理因素方面，MCTs在2型糖尿病和腫瘤細胞代謝中發揮重要作用，關于其抑制劑的相關研究已應用于臨床，尤其是腫瘤患者。因此，對于MCTs抑制劑的深層次研究，在今后的監測、預防和治療腫瘤層面有重大意義。

[1] HALESTRAP A P. The SLC16 gene family - structure, role and regulation in health and disease[J]. Molecular aspects of medicine, 2013, 34(2—3): 337—49.

[2] HALESTRAP A P. The monocarboxylate transporter family--Structure and functional characterization[J]. IUBMB life, 2012, 64(1): 1—9.

[3] HALESTRAP A P, WILSON M C. The monocarboxylate transporter family--role and regulation[J]. IUBMB life, 2012, 64(2): 109—19.

[4] KIRK P, WILSON M C, HEDDLE C, et al. CD147 is tightly associated with lactate transporters MCT1 and MCT4 and facilitates their cell surface expression[J]. The EMBO journal, 2000, 19(15): 3896—904.

[5] BROOKS G A. Cell-cell and intracellular lactate shuttles[J]. The Journal of physiology, 2009, 587(Pt 23): 5591—600.

[6] IVANOV A I, MALKOV A E, WASEEM T, et al. Glycolysis and oxidative phosphorylation in neurons and astrocytes during network activity in hippocampal slices[J]. Journal of cerebral blood flow and metabolism:official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism, 2014, 34(3): 397—407.

[7] MLODY B, LORENZ C, INAK G, et al. Energy metabolism in neuronal/glial induction and in iPSC models of brain disorders[J]. Seminars in cell & developmental biology, 2016(52)：102—109.

[8] ANDERSEN L W, MACKENHAUER J, ROBERTS J C, et al. Etiology and therapeutic approach to elevated lactate levels[J]. Mayo Clinic proceedings, 2013, 88(10): 1127—40.

[9] COLES L, LITT J, HATTA H, et al. Exercise rapidly increases expression of the monocarboxylate transporters MCT1 and MCT4 in rat muscle[J]. The Journal of physiology, 2004, 561(Pt 1): 253—61.

[10] THOMAS C, BISHOP D J, LAMBERT K, et al. Effects of acute and chronic exercise on sarcolemmal MCT1 and MCT4 contents in human skeletal muscles: current status[J]. American journal of physiology Regulatory, integrative and comparative physiology, 2012, 302(1): R1—14.

[11] EYDOUX N, DUBOUCHAUD H, PY G, et al. Lactate transport in rat sarcolemmal vesicles after a single bout of submaximal exercise[J]. International journal of sports medicine, 2000, 21(6): 393—9.

[12] JUEL C, HOLTEN M K, DELA F. Effects of strength training on muscle lactate release and MCT1 and MCT4 content in healthy and type 2 diabetic humans[J]. The Journal of physiology, 2004, 556(Pt 1): 297—304.

[13] THOMAS C, PERREY S, LAMBERT K, et al. Monocarboxylate transporters, blood lactate removal after supramaximal exercise, and fatigue indexes in humans[J]. Journal of applied physiology, 2005, 98(3): 804—9.

[14] SCHMUTZ S, DAPP C, WITTWER M, et al. A hypoxia complement differentiates the muscle response to endurance exercise[J]. Experimental physiology, 2010, 95(6): 723—35.

[15] MCCLELLAND G B, BROOKS G A. Changes in MCT 1, MCT 4, and LDH expression are tissue specific in rats after long-term hypobaric hypoxia[J]. Journal of applied physiology, 2002, 92(4): 1573—84.

[16] PY G, EYDOUX N, LAMBERT K, et al. Role of hypoxia-induced anorexia and right ventricular hypertrophy on lactate transport and MCT expression in rat muscle[J]. Metabolism: clinical and experimental, 2005, 54(5): 634—44.

[17] PEREZ-ESCUREDO J, VAN HEE V F, SBOARINA M, et al. Monocarboxylate transporters in the brain and in cancer[J]. Biochimica et biophysica acta, 2016, 1863(10): 2481—97.

[18] DOMENECH-ESTEVEZ E, BALOUI H, REPOND C, et al. Distribution of monocarboxylate transporters in the peripheral nervous system suggests putative roles in lactate shuttling and myelination[J]. The Journal of neuroscience:the official journal of the Society for Neuroscience, 2015, 35(10): 4151—6.

[19] HUGO S E, CRUZ-GARCIA L, KARANTH S, et al. A monocarboxylate transporter required for hepatocyte secretion of ketone bodies during fasting[J]. Genes & development, 2012, 26(3): 282—93.

[20] BALMACEDA-AGUILERA C, CORTES-CAMPOS C, CIFUENTES M, et al. Glucose transporter 1 and monocarboxylate transporters 1, 2, and 4 localization within the glial cells of shark blood-brain-barriers[J]. PloS one, 2012, 7(2): e32409.

[21] CORTES-CAMPOS C, ELIZONDO R, LLANOS P, et al. MCT expression and lactate influx/efflux in tanycytes involved in glia-neuron metabolic interaction[J]. PloS one, 2011, 6(1): e16411.

[22] PRAKASH S. Human metabolic individuality in biomedical and pharmaceutical research[J]. Circulation Cardiovascular genetics, 2011, 4(6): 714—5.

[23] RINHOLM J E, HAMILTON N B, KESSARIS N, et al. Regulation of oligodendrocytedevelopment and myelination by glucose and lactate[J]. The Journal of neuroscience:the official journal of the Society for Neuroscience, 2011, 31(2): 538—48.

[24] NIJLAND P G, MICHAILIDOU I, WITTE M E, et al. Cellular distribution of glucose and monocarboxylate transporters in human brain white matter and multiple sclerosis lesions[J]. Glia, 2014, 62(7): 1125—41.

[25] TAKIMOTO M, TAKEYAMA M, HAMADA T. Possible involvement of AMPK in acute exercise-induced expression of monocarboxylate transporters MCT1 and MCT4 mRNA in fast-twitch skeletal muscle[J]. Metabolism: clinical and experimental, 2013, 62(11): 1633—40.

[26] LIRA V A, BENTON C R, YAN Z, et al. PGC-1alpha regulation by exercise training and its influences on muscle function and insulin sensitivity[J]. American journal of physiology Endocrinology and metabolism, 2010, 299(2): E145—61.

[27] FURUGEN A, KOBAYASHI M, NARUMI K, et al. AMP-activated protein kinase regulates the expression of monocarboxylate transporter 4 in skeletal muscle[J]. Life sciences, 2011, 88(3—4): 163—8.

[28] DE SAEDELEER C J, PORPORATO P E, COPETTI T, et al. Glucose deprivation increases monocarboxylate transporter 1 (MCT1) expression and MCT1-dependent tumor cell migration[J]. Oncogene, 2014, 33(31): 4060—8.

[29] DRAOUI N, SCHICKE O, SERONT E, et al. Antitumor activity of 7-aminocarboxycoumarin derivatives, a new class of potent inhibitors of lactate influx but not efflux[J]. Molecular cancer therapeutics, 2014, 13(6): 1410—8.

[30] NOBLE R A, BELL N, BLAIR H, et al. Inhibition of monocarboxylate transporter 1 by AZD3965 as a novel therapeutic approach for the treatment of diffuse large B-cell lymphoma and Burkitt lymphoma[J]. Haematologica, 2017,

[31] NANCOLAS B, SESSIONS R B, HALESTRAP A P. Identification of key binding site residues of MCT1 for AR-C155858 reveals the molecular basis of its isoform selectivity[J]. The Biochemical journal, 2015, 467(1): 192.

ResearchonMCTsFunctionduringtheExercise

CHENG Ze-peng，FENG Yu，SHI Reng-fei

(School of Kinesiology, Shanghai University of Sport, Shanghai 200438,China)

Lactic acid is a product of glycolysis during the exercise,and the elimination of lactic acid through lactate shuttle has a variety of ways, and with the help of monocarboxylate transporters(MCTs),lactate shuttle is carried out lactic acid transmembrane transport, which is beneficial to eliminate of lactic acid. It is found that MCTs has multiple isoforms, and MCT1 and M4 CTplay a major role in lactact shuttle, this paper mainly reviews the structure, function, distribution, regulation and inhibitors of MCTs. And it further explored the role of MCT1 and MCT4 in the regulation of lactic acid metabolism during different exercises.

MCTs; lactic acid; exercise; glycolysis

G804.7

A

1671-1300(2017)03-0089-06

1.上海市教育委員會科研創新項目“運動和維生素D對衰老骨骼肌維生素D受體的影響及機制探討”(13YZ100)；2.上海市人類運動能力開發與保障重點實驗室項目(11DZ2261100)

2017-05-05

程澤鵬(1993—)，男，安徽蕪湖人，在讀碩士研究生。研究方向：運動營養。*通信作者：史仍飛(1976—)，男，安徽碭山人，博士，副教授。研究方向：運動營養、運動與骨骼肌適應。