硅對不同抗性高羊茅耐鹽性的影響

劉慧霞，林麗果，武文莉，林選棟，宋銳

(西北民族大學生命科學與工程學院, 甘肅 蘭州 730030)

多年生禾本科高羊茅(Festucaarundinacea)是我國北方地區人工草地種植和天然草地補播的優良草種之一[1]，其須根發達，植株強健，產量高，草質優，在提高載畜量和發揮生態功能中起著重要的作用。然而我國北方地區大多屬于干旱半干旱區，灌溉是維護人工草地健康生長的核心策略[2]。長期多頻次的灌溉，往往會在土壤蒸發和牧草蒸騰作用的驅動下，促使土壤深層鹽分向表層聚集，導致土壤表層鹽分逐漸積累[3]，從而影響高羊茅牧草的生存、生長和繁殖[4]。低鹽濃度下高羊茅可通過調節自身生理機制提高其耐鹽性，高鹽濃度會對高羊茅造成離子毒害和滲透脅迫，導致高羊茅生長異常、甚至枯竭或死亡[5]。施肥能夠增強植物的耐鹽性[6]，而環境友好型元素硅，不僅能增強植物的耐鹽性，還能提高作物產量、改善品質[7]，致使添加硅元素提高植物耐鹽性成為目前研究的熱點。研究表明，添加硅能夠提高鹽脅迫下小麥(Triticumaestivum)[8]、黃瓜(Cucumissativus)[9]、玉米(Zeamays)[10]等植物的耐鹽性。其主要原因是硅提高了植物超氧化物歧化酶(SOD)、過氧化物酶(POD)、過氧化氫酶(CAT)等保護酶的活性。而且硅對植物耐鹽性的影響隨鹽濃度、植物種類以及品種的不同而存在分異[11-13]。

硅是否對不同抗性的高羊茅品種具有相同的積極效應以及鹽濃度、高羊茅品種、硅三者之間是否存在相關性仍需要科學試驗提供證據。本研究以兩種耐鹽性不同的高羊茅品種為對象，采用盆栽試驗研究了硅對不同鹽濃度下兩個抗鹽性不同的高羊茅品種生物學特性和保護酶活性的影響，以期為我國北方干旱與半干旱地區高羊茅牧草的引種、耐鹽品種的選育和高羊茅草地的管理提供科學依據。

1 材料與方法

1.1 試驗設計

采用盆栽試驗，三因素處理，分別為不同抗鹽性的高羊茅品種XD(抗性較強)和K31(抗性較弱)(種子來源于北京百綠集團)、不同鹽濃度和加硅與否。試驗用鹽為氯化鈉，鹽濃度設置為0、50、100、150、200、250、300、400 mmol·L-1，硅源用硅酸鈉，濃度為2 mmol·L-1[14]，計算鹽分濃度時包括硅酸鈉和氯化鈉內的鈉離子。每個鹽濃度下設置添加硅(+Si)和不添加硅(-Si)兩個處理，共32個處理，每個處理8個重復。試驗于2015年5月在蘭州大學人工智能溫室內進行，采用高15 cm，口徑20 cm的塑料盆，基質為珍珠巖和蛭石(體積比為1∶1)的混合物，每個花盆內播種飽滿的高羊茅種子300粒，播種后用Hoagland營養液中添加相應濃度的硅酸鈉和氯化鈉溶液澆灌至盆底有液體滲出為止，從播種開始隔日澆灌。為避免鹽激作用對高羊茅種子萌發的影響，鹽濃度≤100 mmol·L-1的處理液，鹽濃度每次遞增25 mmol·L-1，鹽濃度>100 mmol·L-1的處理液，鹽濃度每次遞增50 mmol·L-1，直至達到最終鹽濃度。待高羊茅完全出苗后(高羊茅發芽時間21 d)間苗，每盆留50株長勢均勻的幼苗(出苗不足50株的處理后續不再進行其他指標的觀測)，按前面澆灌方法繼續培養至60 d時，各處理取4盆測定高羊茅各形態學指標；其余4盆進行抗氧化酶活性測定。因最終地上生物量干重低于對照50%時在實際生產中無意義[15]，因此本研究將終止該處理的后續研究。

1.2 指標測定

1.2.1形態學指標測定 植株分蘗數、葉片數和株高的測定：每盆隨機選取10株(如不足10株，全部選擇)，測定每株高羊茅的分蘗數、葉片數后，用直尺測量自然高度。

葉長、葉寬的測定：每盆中隨機選取10株，取其地表往上數第2片功能葉，用CanoScanLiDE 35型葉面積儀測量。

地上生物量和含水量測定：每盆內選取長勢均勻的幼苗10株，取地上部分，先稱量其總鮮重Wf，后采用常規烘干法[16]測定其總干重Wd。

地上含水量=(Wf-Wd)/Wf×100%。

1.2.2抗氧化酶活性的測定 每盆中任意取功能葉進行SOD、CAT、POD酶活性的測定。其中SOD、CAT活性分別采用NBT法、硫代巴比妥酸滴定法[17]，POD活性采用比色法測定[18]。

1.3 數據分析

采用SPSS 19.0 軟件進行三因素方差分析，采用LSD法檢驗不同數據組間的差異顯著性，Duncan法進行多重差異性比較，結果用均值±標準差(mean±SD)表示，數據制圖采用Excel 2010軟件。

2 結果與分析

研究結果表明，在鹽濃度≥300 mmol·L-1時，無論添加硅還是不添加硅處理，兩個品種的高羊茅每盆出苗率均不到50株，根據研究設計，后序結果中不再涉及。

2.1 三因數方差分析結果

三因素ANOVA分析結果表明,單一因素品種和添加硅對株高、分蘗數、葉長、葉片數、地上含水量、地上生物量、SOD、POD和CAT(表1)均具有顯著影響(P<0.05)，而對葉寬影響不顯著；鹽濃度對所有形態指標和保護酶活性均具有顯著影響(P<0.05)；鹽濃度與硅的互作對株高、分蘗數、葉長、SOD、POD和CAT的影響顯著(P<0.05)；鹽濃度與品種的互作對所有形態指標和保護酶活性均影響顯著(P<0.05)；硅與品種的互作對分蘗數、葉片數、地上含水量、SOD、POD和CAT影響顯著(P<0.05)；品種、鹽濃度、硅處理三者的交互作用對株高、分蘗數、葉長、地上生物量、SOD和CAT影響顯著(P<0.05)。

表1 高羊茅形態學指標和保護酶活性的三因數方差分析Table 1 Three-way ANOVA analysis for morphological indexes and protective enzymes activities of tall fescue

2.2 不同鹽濃度下硅對兩個高羊茅品種形態學指標的影響

2.2.1鹽濃度對兩個高羊茅品種形態學指標的影響 無論加硅還是不加硅，兩個高羊茅品種XD和K31的株高、分蘗數、葉長、葉寬和葉片數(表2)均隨鹽濃度增加呈降低趨勢，其中XD的株高和葉長在鹽濃度200 mmol·L-1時顯著降低，K31的株高和葉長在鹽濃度100 mmol·L-1時顯著降低(P<0.05)；K31的分蘗數在鹽濃度150 mmol·L-1時顯著降低(P<0.05)；XD的葉寬在鹽濃度200 mmol·L-1時顯著降低，K31的葉寬在鹽濃度150 mmol·L-1時顯著降低(P<0.05)；K31的葉片數在鹽濃度200 mmol·L-1時顯著降低(P<0.05)。

不添加硅時XD的分蘗數在鹽濃度50 mmol·L-1時顯著降低，葉片數在鹽濃度150 mmol·L-1時顯著降低，添加硅時XD的分蘗數在鹽濃度100～200 mmol·L-1時顯著降低，葉片數在鹽濃度250 mmol·L-1時顯著降低(P<0.05)。說明添加硅能夠增強抗性較強品種XD的分蘗能力，增加高羊茅葉片數，為較高鹽生境下增加產量提供了可能。

2.2.2硅對兩個高羊茅品種形態學指標的影響 硅對XD和K31株高和葉長的影響與鹽濃度高低密切相關(表2)。當鹽濃度≤100 mmol·L-1時，加硅顯著增加了XD株高和葉長(P<0.05)，而當鹽濃度>100 mmol·L-1時，加硅對XD的株高和葉長無顯著影響；當鹽濃度≤100 mmol·L-1時，加硅對K31株高和葉長沒有顯著影響，而當鹽濃度150～200 mmol·L-1時，加硅顯著增加了K31株高和葉長(P<0.05)。說明加硅能夠緩解較高鹽濃度對抗性較弱品種K31的鹽害，而且硅對高羊茅株高和葉長的影響在不同濃度下具有一定的協同響應。

硅對高羊茅分蘗數和葉片數的影響與品種和鹽濃度密切相關(表2)。表現為硅對同一鹽濃度下K31分蘗數和葉片數沒有顯著影響，卻對XD分蘗數和葉片數具有顯著影響，即當鹽濃度≤50 mmol·L-1時，添加硅顯著增加了XD分蘗數和葉片數(P<0.05)，當鹽濃度>50 mmol·L-1時，加硅對XD分蘗數和葉片數無顯著影響。說明添加硅能夠減輕鹽脅迫對抗性較強品種XD細胞分裂與生長的影響，促進高羊茅的生長。

2.3 不同鹽濃度下硅對兩個高羊茅品種地上含水量和生物量的影響

無論加硅還是不加硅，兩個高羊茅品種的地上含水量和生物量(表2)均隨鹽濃度增加呈降低態勢，其中XD地上含水量基本沒有變化，XD地上生物量在鹽濃度200 mmol·L-1時顯著降低，K31地上生物量在鹽濃度100 mmol·L-1時顯著降低(P<0.05)。不添加硅時，K31地上含水量在鹽濃度200 mmol·L-1時顯著降低(P<0.05)；添加硅時，隨鹽濃度增加K31地上含水量均沒有顯著變化，說明加硅能夠緩解鹽生境下抗性較弱品種K31葉片含水量的降低態勢，為植物健康生長提供良好的水分環境。

硅對XD和K31地上含水量和生物量的影響與鹽濃度和品種有關。添加硅對同一鹽濃度下XD地上含水量影響均不顯著，但在鹽濃度為200、250 mmol·L-1時顯著增加了K31地上含水量(P<0.05)，增幅分別為23.64%、19.26%；當鹽濃度較低時(≤100 mmol·L-1)添加硅顯著增加了XD地上生物量(P<0.05)，其中在鹽濃度100 mmol·L-1時增量最大，增幅為37.50%；在較高鹽濃度(150、200 mmol·L-1)時添加硅顯著增加了K31地上生物量(P<0.05)，分別增加28.57%、49.91%。說明鹽生境下高羊茅生物量對硅的響應存在鹽濃度高低的分異，在較高鹽濃度下加硅能改善K31的生存環境，緩解鹽濃度對其造成的鹽害。

2.4 不同鹽濃度下硅對兩個高羊茅品種的抗氧化酶的影響

2.4.1鹽濃度對兩個高羊茅品種的保護酶活性的影響 無論加硅還是不加硅，兩個高羊茅品種的保護酶(SOD、POD和CAT)活性均隨鹽濃度增加呈先增加后降低趨勢(表2)。XD和K31的保護酶活性達到最大值時的鹽濃度分別為150、100 mmol·L-1，與對照相比XD和K31的SOD增幅最大，分別為66.67%、69.36%，CAT的增幅次之，分別為31.76%、62.58%，說明SOD可能是高羊茅響應鹽生境的主要保護酶；其中XD的POD活性在鹽濃度100、150 mmol·L-1時有顯著變化， K31的POD活性在鹽濃度≤100 mmol·L-1時有顯著變化(P<0.05)。結果說明隨著鹽分濃度的增加，高羊茅葉片保護酶活性增加，在一定程度上增加了高羊茅的耐鹽性，但超過一定范圍后，鹽分濃度的增加已經破壞了高羊茅葉片的正常生理功能，使保護酶活性受明顯的抑制，這種變化趨勢與幼苗的生長情況和品種抗鹽性強弱基本一致。

不添加硅時，XD的SOD活性在鹽濃度≤200 mmol·L-1時有顯著變化，K31的SOD活性在鹽濃度≤100 mmol·L-1時有顯著變化(P<0.05)；XD的CAT活性在鹽濃度為100、150 mmol·L-1時有顯著變化，K31的CAT活性在鹽濃度≤150 mmol·L-1時有顯著變化(P<0.05)。

添加硅時，隨著鹽濃度增加XD的SOD活性均有顯著變化， K31的SOD活性在鹽濃度≤200 mmol·L-1時有顯著變化(P<0.05)；XD和K31的CAT活性在鹽濃度≤100 mmol·L-1時有顯著變化(P<0.05)。

2.4.2硅對兩個高羊茅品種的保護酶活性的影響 硅對高羊茅SOD、POD和CAT活性的影響不僅與品種密切相關，而且與鹽濃度密切相關。當鹽濃度較低時，硅顯著增加了XD的SOD和CAT活性，而對K31的SOD和CAT活性影響不顯著，在較高鹽濃度時，硅顯著增加了K31的SOD和CAT活性，而對XD的SOD和CAT活性影響不顯著，即鹽濃度≤100 mmol·L-1時，添加硅顯著增加了XD的SOD和CAT活性，在鹽濃度100～200 mmol·L-1時，添加硅顯著增加了K31的SOD活性，鹽濃度150～200 mmol·L-1時，添加硅顯著增加了K31的CAT活性(P<0.05)；同一鹽濃度下添加硅XD的POD影響不顯著，對K31的POD影響顯著，即當鹽濃度150～200 mmol·L-1時添加硅顯著增加了K31的POD(P<0.05)。說明較高鹽生境下加硅能夠有效調節K31保護酶活性，能在一定程度上彌補K31抗性的不足。

3 討論

3.1 鹽生環境中高羊茅形態學指標對硅響應的變化特征

植物形態學特征的變化與水分的吸收和散失密切相關[19]，其中生物量是植物響應鹽生境的綜合體現[20]，也是牧草產量和質量的最終反映。大量研究表明，硅通過降低植株體內鈉離子毒害、減輕水分脅迫程度、改善養分平衡狀況、參與滲透調節物質的運輸和分配，提高植物的耐鹽性[21-24]；同時添加硅能夠維持受鹽害植物細胞壁水解酶活性的平衡、組分含量的均衡及細胞壁內外溶質的適應性分配，保持植物細胞的旺盛分裂以及調控細胞的向外伸長，提高細胞和組織培養繁殖效果，增強細胞的耐鹽性，從而為植物幼苗的健康生長奠定基礎[25-26]。然而，硅對植物耐鹽性的影響程度與品種自身耐鹽性的強弱有關，譬如，加硅能夠提高大麥(Hordeumvulgare)的耐鹽性，但硅對大麥耐鹽品種‘鑒4’鹽害的緩解程度顯著大于鹽敏感品種‘科品7號’[27]；加硅能夠緩解小麥葉片葉綠素分解而增強光合能力，提高小麥的耐鹽性，且硅對抗鹽小麥品種‘德抗916’的效應大于非抗鹽小麥品種‘泰山9818’[28]，同時這也在不同品種的番茄(Solanumlycopersicum)[21]、甜瓜(Cucumismelo)[12]等作物上得到了佐證。本研究表明，供試高羊茅的株高、葉長、葉寬、分蘗數、葉片數、地上部分含水量和生物量的降低程度與鹽濃度和品種有關，這與朱義等[4]、麻冬梅等[29]的研究結果類似。添加硅顯著增加了高羊茅的株高、葉長、分蘗數、葉片數、地上部分含水量和生物量，這與劉慧霞等[14]的研究結果一致，也趨同于鹽脅迫下甜瓜、小麥，金絲小棗(Zizyphusjujuba)對硅的響應[30]。然而，兩個高羊茅品種的株高、葉長、分蘗數、葉片數、地上部分含水量和生物量在同一鹽濃度下對硅的響應存在分異，說明在較高鹽生環境中，添加硅能夠減輕抗性較弱品種K31的水分脅迫程度，降低植株的蒸騰，抑制水分散失，從而維持植株的正常長勢長相，但硅對抗性較弱品種K31鹽害緩解程度大于抗性較強品種XD，其主要原因可能是鹽生境下硅對高羊茅體內滲透調節物質以及抗氧化酶活性的響應存在品種分異所致[31]。因此，將硅作為環境友好型元素添加時，不僅要考慮植物種類的響應，還要考慮同一物種不同品種的響應差異。

3.2 硅對高羊茅保護酶活性的響應與鹽生環境有關

生物量是植物響應鹽生境的外在體現，酶促和非酶促兩類酶保護系統是植物適應鹽生境的內在機制[5]。鹽脅迫下，植物往往主動啟動自身保護酶系統，以維持植物體內活性氧產生和清除的動態平衡，減輕其對膜結構和功能的破壞，避免膜透性和鉀鈉離子選擇性吸收的改變，還參與細胞的光合、呼吸、木質素的形成等過程，在葉綠體、線粒體、細胞質中發揮重要作用[32]。但鹽濃度過大酶活性的增強不足以彌補鹽脅迫對植物體生長造成的傷害，使植株代謝紊亂，生長受抑[33]。研究表明，鹽脅迫下添加硅可降低黃瓜葉綠體和線粒體內H2O2和MDA的含量，增加抗氧化酶活性以及抗氧化物質含量，使膜流動性增加，線粒體氧化磷酸化及能量代謝提高，葉綠體活性氧清除能力增強，緩解鹽脅迫對植物線粒體和葉綠體膜的傷害[34-35]；添加硅能降低鹽脅迫下植物體內MDA和H2O2含量及O2-·產生速率，提高SOD、CAT、POD活性，從而保護植株葉片光合機構，改善光合功能，增強植株的耐鹽性[21,30,33]。本研究結果表明，XD和K31的保護酶活性對鹽濃度響應趨同，但兩者酶活性達到峰值時的鹽濃度以及SOD和POD達到峰值時的酶活性存在顯著差異，說明高羊茅對鹽脅迫的自我調節能力具有一定的限度，植物耐鹽性的強弱與其保護酶活性密切相關；鹽生境下添加硅能顯著減緩高羊茅保護酶活性的降低，這趨同于對狼尾屬牧草[13]、番茄[21]、玉米[22]等的研究。而且不同品種的高羊茅在同一鹽濃度脅迫環境下添加硅減緩酶活性下降的幅度與酶種類存在差異，在較低鹽濃度下添加硅能顯著增加XD的SOD、CAT活性，而在較高鹽濃度下添加硅顯著增加K31的SOD、POD和CAT活性，說明不同高羊茅品種的酶活性對鹽濃度和硅的響應存在分歧，其響應結果與形態學指標對硅的響應結果基本一致，也說明在較低鹽濃度下硅對抗性較弱品種K31的鹽害緩解程度小于抗性較強品種XD，而在較高鹽濃度下硅對抗性較弱品種K31鹽害緩解程度大于抗性較強品種XD。

結果表明，在鹽生境條件下，加硅有效調節了高羊茅的保護酶活性，使保護酶具有更強清除自由基的能力，但硅提高高羊茅耐鹽性的能力與品種自身的抗鹽性密切相關，同時也說明硅參與了高羊茅耐鹽性的生理活動，但其參與機制尚需進一步研究。