“小綠萼”梅離體快繁體系的建立

楊麗青+楊潔+毛慶山+包滿珠+張俊衛

摘要：以梅花品種小綠萼1年生枝條為試驗材料，研究了采樣時間、初代培養基、基本培養基和激素組合等對帶芽莖段離體繁殖的影響。結果表明：（1）最佳采樣時間為4—6月;（2）最佳腋芽誘導培養基為1/2 MS+1.0 mg/L 6-BA+05 mg/L KT+0.1 mg/L NAA;（3）最佳增殖培養基QL+0.5 mg/L 6-BA+0.05 mg/L NAA，增殖系數為427;（4）無菌苗在200 mg/L IBA浸漬處理數秒后，移植到1/2 QL培養基中，生根率為80%。

關鍵詞：梅花;離體快繁;莖段;培養基

中圖分類號： S685.170.4+3 文獻標志碼： A

文章編號：1002-1302（2015）04-0062-03

收稿日期：2014-05-09

基金項目：國家自然科學基金（編號：31070624）;國家“863”計劃（編號：2011AA100207）。

作者簡介：楊麗青（1986—），女，山西朔州人，碩士，從事園林植物遺傳育種研究。E-mail：1270063665@qq.com。

通信作者：張俊衛，博士，副教授，從事園林植物遺傳育種研究。E-mail：zjw@mail.hzau.edu.cn。

梅是原產中國的傳統名花，有悠久的栽培歷史和豐富的栽培品種，具有極高的觀賞價值和經濟價值。在生產上，梅花以扦插、嫁接等無性繁殖為主，雖然能保持品種的優良性狀，但是繁殖系數小，周期長。利用組培快繁技術，不僅可在短期內快速大量繁殖基因型一致的優質苗木，而且可獲得無病毒苗木，大大加快了育苗進程和提高了苗木質量。自Harada等[1]開展梅莖段離體繁殖以來，國內外在梅的離體快繁上取得了較快的進展[2-5]，但目前仍存在建立快繁體系的梅花品種少，部分品種在快繁過程中出現頂芽壞死、葉片黃化等難題。小綠萼是武漢地區的梅花老品種，具有極高的觀賞價值。本研究旨在分析莖段采集時間、啟動和增殖培養基對小綠萼離體繁殖的影響，以期建立其快繁體系，為該品種的應用推廣提供一定的基礎。

1 材料與方法

1.1 材料

供試材料采于武漢市磨山中國梅花研究中心，除8—9月份停止采樣，分別在3—11月中旬采集梅花品種小綠萼（圖1-A）1年生枝條，用冰盒帶回實驗室。

1.2 方法

1.2.1 外植體滅菌及初代培養 采集回來的枝條剪成1～2 cm長的具節莖段，每莖段1～2個腋芽。用洗潔精浸泡 10～20 min，流水沖洗30 min后在超凈工作臺上用75%乙醇浸潤30 s，轉入0.1%HgCl2中消毒8～15 min，然后用無菌水沖洗6～7次，無菌濾紙拭干后接種于初代培養基（1/2MS+1.0 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA）;為分析不同初代培養基對腋芽誘導的影響，以4月中旬采集的小綠萼枝條為材料，滅菌后接種至2種不同初代培養基：1/2MS+1.0 mg/L 6-BA+01 mg/L NAA和1/2MS+1.0 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA+0.5 mg/L KT。每處理20個外植體，重復3次，接種30 d后統計誘導率，污染率在接種后10～15 d內統計。

1.2.2 腋芽增殖培養 將伸長到1～2 cm的腋芽切下，分別轉入添加了1.0 mg/L 6-BA和0.1 mg/L NAA的3種基本培養基和添加不同濃度6-BA和NAA組合的QL培養基中，觀察腋芽的增殖，每處理10個外植體，重復3次，記錄植株高度，生長情況，接種5周后統計腋芽增殖情況。

1.2.3 叢生長度對繼代的影響 待腋芽增殖形成的叢生芽伸長到不同長度（0.1、0.5～1、1～2 cm）時，將其從基部切下，放入繼代培養基（1/2MS+1.0 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA+0.5 mg/L KT）中觀察其生長，每處理5個外植體，重復3次。

1.2.4 生根與移栽 選擇生長健壯，株高超過2 cm的試管苗在5種生根培養基中進行生根培養。移栽時先將生根苗連培養瓶一起置于溫室內進行為期10 d的煉苗，在此期間逐漸松開并揭去培養瓶的蓋子，而后將植株根系上的培養基洗凈，移栽到含有泥炭 ∶ 蛭石=1 ∶ 1 （體積比）的塑料盆中。移栽后的第1周塑料盆上覆蓋塑料薄膜以保濕，1周后慢慢揭去。

1.2.5 培養條件 培養室溫度為（23±2） ℃，空氣相對濕度為60%左右，光照度為1 500～2 000 lx，光照周期為14 h/d。

2 結果與分析

2.1 采樣時間對腋芽誘導率的影響

莖段接種1周后腋芽開始萌發，2周后腋芽開始伸長，葉片逐漸展開，葉色濃綠（圖1-B）。不同時間采集的枝條在初代培養時，污染率和腋芽誘導率差異顯著 （表1），4月至6月中旬是最佳采樣時期，既可以保證較高的腋芽誘導率，而且污染率相對較低，其他時期采集的枝條污染率高，腋芽誘導率低，不適宜用作離體培養的外植體。

2.2 初代培養基對腋芽誘導的影響

4月采集的小綠萼枝條，接種于2種不同初代培養基中（表2），培養于添加KT的初代培養基中的外植體， 不僅腋芽誘導率高，而且芽伸長快，葉色濃綠，無頂芽死亡、黃化問題。

這與朱軍等的結果[6]相一致，即KT對長蕊綠萼腋芽的伸長生長有促進作用。

2.3 基本培養基對腋芽增殖的影響

將伸長長度達到1～2 cm的腋芽接種到添加了1.0 mg/L BA和0.1 mg/L NAA的3種基本培養基（表3）中，芽的增殖和伸長表現出顯著差異（表4），QL上培養的腋芽出芽數顯著高于改良N6和1/2MS，伸長長度顯著高于改良N6。比較3種培養基上腋芽的生長狀態以及出芽數和叢生芽平均高度，在增殖培養中采用QL作為基本培養基。

2.4 激素組合對增殖的影響

將伸長長度達到1～2 cm，且長勢一致的的腋芽轉入添加不同6-BA和NAA濃度組合的QL培養中基中（表5），在6-BA濃度為0.2 mg/L時，叢生芽平均高度隨著NAA濃度的升高而下降，但沒有達到顯著差異，而增殖系數基本沒有變化，表明低濃度6-BA不能誘導腋芽增殖;當6-BA濃度為 1.0 mg/L 時，叢生芽平均高度和增殖系數，隨著NAA濃度的升高先上升后下降，但叢生芽平均高度的變化沒有達到顯著水平，而增殖系數達到顯著差異;而當6-BA濃度為0.5 mg/L時，植株平均高度和增殖系數， 隨著NAA濃度的升高先下降

表1 采樣時間對小綠萼腋芽誘導的影響

取樣時間 3月 4月 5月 6月 7月 10月 11月

誘導率（%） 16.70±0.15c 75.00±0.16b 80.00±0.06ab 95.00±0.00a 0.00±0.00c 3.70±0.06c 14.70±0.13c

污染率（%） 83.00±0.15a 10.00±0.08b 19.70±0.06b 19.60±0.06b 100.00±0.00a 96.30±0.06a 85.00±0.13a

注：同行不同小寫字母表示在0.05水平上存在顯著差異。

表2 初代培養基對小綠萼腋芽誘導的影響

編號 培養基 萌芽率（%）

1 1/2MS+1.0 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA 66.70±0.08a

2

1/2MS+1.0 mg/L 6-BA+0.5 mg/L KT+0.1 mg/L NAA 78.30±0.10a

注：同列不同小寫字母表示在0.05%水平上存在顯著差異。

表3 基本培養基對小綠萼腋芽增殖的影響

基本

培養基 平均芽個數

（個） 叢生芽平均

高度（cm） 生長狀態

改良N6

1.17±0.29b

0.63±0.12b

葉嫩綠，簇生在基部，莖極度短縮

1/2MS 1.50±0.50b 1.20±0.08a 葉黃綠，愈傷團褐化

QL 3.16±0.77a 1.38±0.43a 葉嫩綠，平展，生長勢很強

注：同列不同小寫字母表示在0.05水平上存在顯著差異。

后上升，且變化值均達到顯著差異。最終選用QL+0.5 mg/L 6-BA+0.05 mg/L NAA作為小綠萼增殖培養基，在此培養基上叢生芽的數量多，且生長正常（圖1-C）。

2.5 叢生芽長度對繼代培養的影響

將腋芽增殖培養后不同伸長長度的叢生芽，從基部切離后接種于繼代培養基，生長表現出顯著差異（表3），長度為1～2 cm的腋芽伸長長度最大，生長健壯，葉片平展;而長度為0.1～1 cm的腋芽生長瘦弱，葉片黃化脫落，最后死亡。

2.6 試管苗的生根培養和移栽

切取高度2～3 cm的試管苗，轉入不同生根培養基（表6）中生根，培養30～40 d后形成根系（圖1-D、圖1-E）。植物生長調節劑的種類和濃度對試管苗生根有顯著影響，只

表4 BA和NAA組合對腋芽增殖的影響

編號 6-BA濃度

（mg/L） NAA濃度

（mg/L） 叢生芽平均長度

（cm） 增殖系數

1 0.2 0.05 0.96±0.27cd 1.00±0.00d

2 0.2 0.1 0.85±0.10de 1.04±0.00d

3 0.2 0.2 0.63±0.08d 1.00±0.00d

4 0.5 0.05 2.02±0.25a 4.27±0.64a

5 0.5 0.1 0.95±0.05d 1.13±0.06d

6 0.5 0.2 1.28±0.14cb 1.50±0.35c

7 1 0.05 1.26±011cb 1.00±0.00d

8 1 0.1 1.52±0.27b 1.90±0.50b

9 1 0.2 1.43±0.03b 1.00±0.00d

注：同列不同小寫字母表示在0.05水平上存在顯著差異。

表5 叢生芽長度對繼代培養的影響

編號 叢生芽長度

（cm） 繼代培養后叢

生芽長度（cm） 生長狀況

1 0.1 0.44±0.12a 葉極度卷曲，生長勢差

2

0.5～1

1.76±0.53b

葉嫩綠，平展，有輕微玻璃化，邊緣黃化

3 1～2 2.70± 0.56c 葉嫩綠，平展，生長勢極好

注：同列不同小寫字母表示在0.05水平上存在顯著差異。

添加了生長素IBA的培養基生根率很低，僅為3.33%，且愈傷組織多。同時添加NAA和IBA的培養基以及添加IBA和活性炭的培養基，生根率、平均生根數和平均根長顯著增加，但生根效果最佳的是試管苗先用200 mg/L IBA 浸漬，再培養于 1/2QL 培養基的處理，生根率達到最高（80%），與其他處理相比差異顯著，且平均根長和根數也顯著增加。生根后的植株先在溫室煉苗10 d左右，然后移栽入塑料盆中（圖1-F），移

表6 生根培養基對小綠萼試管苗生根的影響

編號 生根培養基 生根數（條） 根長（cm） 生根率（%）

1 1/2QL+0.2 mg/L IBA+0.3 mg/L NAA 1.60 ±0.17b 5.88±2.42a 36.67±0.15b

2 1/2QL+0.5 mg/L IBA 0.33±0.58b 0.84±1.46b 3.33±0.06c

3 1/2QL+0.05 mg/L IBA 0.33±0.58b 0.67±1.16b 3.33±0.06c

4 1/2QL+200 mg/L IBA 浸漬 3.81±1.78a 4.82±1.10a 80.00±0.10a

5 1/2QL+0.1 mg/L IBA+1 g/L活性炭 1.00±0.00b 3.29±1.14ab 36.67±0.06b

注：同列不同小寫字母表示在0.05%水平上存在顯著差異。

栽存活率可達90%。

3 討論

3.1 外植體生理狀態對啟動培養的影響

3月份梅花枝條上的葉芽開始膨大，萌發抽生新枝，但此時的枝條過于幼嫩，容易受滅菌劑的影響而褐化死亡，同時污染率也較高，因此本試驗中3月取樣的莖段萌芽率低;4—6月為梅新梢生長旺盛期，本試驗在此階段取樣的莖段萌芽率最高可達90%，且新葉嫩綠，生長強健。這一結果與傅萼輝等、曲春苗等的研究相一致，即早春萌動的腋芽是比較理想的離體培養外植體，因為此時內源IAA濃度較高[7-9]，有利于腋芽的萌發與生長。但與Yonemitsu等的試驗結果相反，他們認為當年11月到翌年2月在休眠枝上采集的冬芽，離體繁殖的成功率高，造成這種差異的具體原因尚需進一步的分析[10]。

3.2 基本培養基對增殖培養的影響

在其他培養條件相同的情況下，果梅品種Nanko早春萌發的新芽，在WPM培養基上離體微繁時能增殖且生長健壯，而在MS培養基上的芽會逐漸褐化死亡[1]。而呂英民等離體培養鐵骨紅1年生枝具節莖段時，通過比較外植體在6種基本培養基（QL、MS、WPM、M1、M2、M3）上腋芽增殖系數、平均伸長長度等指標的差異，認為QL是適合鐵骨紅生長的最佳基本培養基[4，11]。本試驗在小綠萼腋芽的增殖培養時，比較了改良N6、1/2MS和QL基本培養基對其增殖和生長的影響，也發現QL基本培養基顯著優于改良N6和1/2MS。

3.3 KT和BA對腋芽萌發和伸長的影響

組織培養中常用的細胞分裂素有6-BA、KT和ZT，對梅花的增殖有不同的效果。從鐵骨紅試管苗增殖培養的結果看，6-BA和ZT優于KT，而且增殖系數差異顯著。但增殖培養基中不添加IAA、IBA或NAA等生長素，增殖芽的伸長生長慢，影響試管苗正常生長。細胞分裂素濃度過高，增殖芽數量雖然明顯增加，但多呈叢生狀，莖難以伸長，且生長細弱，葉小且葉色異常，甚至出現玻璃化苗[12]。為克服增殖苗生長瘦弱，不得不采用壯苗培養基[7]。本試驗在小綠萼腋芽增殖培養中所選用的3個6-BA濃度中，最適的濃度為0.5 mg/L，在添加此濃度6-BA的培養基中，不僅增殖系數最大，且叢生芽平均伸長長度也較大，當6-BA濃度提高到1.0 mg/L，雖然產生了大量的叢生芽，但是繼代培養時叢生芽往往發生嚴重的褐化和黃化，漸漸死亡，同時玻璃化或畸形現象也逐漸加強，因此，在增殖培養中6-BA的濃度選定為0.5 mg/L。

3.4 浸漬法對生根培養的影響

在誘導梅試管苗生根時，既有單獨使用IBA或NAA的報道，也有同時使用IBA和NAA的報道[1，4，6，11]。Harada 等在研究生長素對Nanko試管苗生根影響時發現，高濃度的IBA（1～2 mg/L）或NAA（0.9～1.9 mg/L）容易使試管苗基部形成愈傷，本試驗在生根培養基中添加0.5 mg/L也易導致小綠萼試管苗形成大團愈傷。呂英民等在進行鐵骨紅試管苗生根培養時，觀察到生長素種類對生根影響顯著，其中NAA生根率較高，并且試管苗須根較多，但是根系比較細弱;添加IBA的試管苗根比較粗壯，但是根系較少;同時使用2種植物生長調節劑時不僅發根多，而且生長粗壯。但在本試驗中，IBA和NAA同時使用雖然生根數和生根率較單獨使用有所增加，但生根率偏低，而用200 mg/L IBA浸漬試管苗后培養于 1/2QL，其生根率可達80%，且平均生根數有顯著增加，此結果與新疆野生巴旦杏的生根試驗相似[13]，其試管苗用 100 mg/L IBA浸漬處理60 min后轉入1/2MS培養基中培養，暗培2周后生根率可達100%。

參考文獻：

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[7]傅萼輝，徐惠珠，王豫蘭，等. 梅花離體快速繁殖研究[J]. 武漢植物學研究，1991，9（3）：275-280，313.

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