長江鱘幼魚黏液、腸道內容物及其養殖水體的微生物菌群結構和潛在病原菌分析

田 甜，張建明，朱 欣，張德志，舒婷婷

中國長江三峽集團有限公司中華鱘研究所/三峽工程魚類資源保護湖北省重點實驗室，湖北 宜昌 443100

像哺乳動物一樣，魚類的微生物主要集中在體表和消化道，并形成了相應的菌群結構，對宿主的健康發育和生長具有重要作用。魚類體表是保護機體的一道重要屏障，體表分泌的黏液構成了魚體與水環境的隔離界面[1]，成為防御入侵的第一道防線，同時也是魚體天然免疫的重要組成部分[2]。腸道微生物菌群數量豐富、結構復雜，被稱為宿主的額外器官，具有維持宿主營養吸收[3]、免疫調控[4]、生長發育[5]等重要作用。魚類的腸道微生物系統是后天形成的，其菌群結構與宿主自身發育狀態、養殖環境和餌料種類密切相關。魚類生活在水中，水中含有復雜多樣的微生物，其皮膚黏液和腸道更容易受到水環境的影響。Giatsis 等[6]認為水環境對孵化后羅非魚 (Oreochromismossambicus) 腸道微生物的最初定殖起到了重要作用。因此，魚類和體表黏液、腸道、水環境中的微生物互相依賴、互相制約、動態平衡才能保證宿主的健康生長。

研究發現不同生境導致草魚 (Ctenopharyngdon idellus) 前腸微生物組成差異較大：自然生境的優勢菌屬是不動桿菌屬 (Acinetobacter) 和貪銅菌屬(Cupriavidus)；高密度池塘養殖生境的優勢菌屬是鯨桿菌屬 (Cetobacterium) 和希瓦氏菌屬 (Shewanella)；低密度池塘生境的優勢菌屬是鏈球菌屬(Streptococcus) 和消化鏈球菌屬 (Peptostreptococcus)[7]。樊英等[8]采用16S rRNA 高通量測序技術分析大瀧六線魚 (Hexagrammosotakii) 表皮黏液和腸道內容物的微生物多樣性，結果顯示表皮黏液和腸道內容物的微生物既有相似性又有差異性，二者共有操作分類單元 (Operational Taxonomic Unit,OTU) 數量為33 個，表皮黏液具有更高的微生物多樣性，而腸道內容物具有更高的微生物豐富度。郝佳慧等[9]通過Illumina MiSeq 擴增子高通量測序技術分析了小頭裸裂尻魚 (Herzensteiniamicrocephalus) 的皮膚黏液、腸道黏膜和腸道內容物間微生物菌群的組成差異，發現皮膚黏液微生物多樣性最高，腸道黏膜和腸道內容物之間微生物多樣性差異較小，3 個部位的優勢菌門均以放線菌門、變形菌門、厚壁菌門、綠彎菌門和藍藻門為主。已有眾多針對不同魚類體表黏液、腸道和不同養殖環境開展的單一或兩者之間的微生物菌群結構研究[10-12]，但鮮見對魚類體表黏液、腸道以及養殖水環境三者之間聯合開展的菌群結構和動態分析研究。

長江鱘 (Acipenserdabryanus) 是中國特有魚類，主要分布于長江上游干流以及部分重要支流[13]。近年來，由于環境污染、過度捕撈、生境破壞等因素的影響，其自然種群資源急劇下降，已被國際自然保護聯盟 (International Union for Conservation of Nature,IUCN) 列為極危級 (CR) 物種。對長江鱘開展科學、有效的人工養殖工作仍是維持其種群數量的關鍵。本研究采用Illumina 高通量測序技術，探究了長江鱘幼魚黏液、腸道內容物及其養殖水體的微生物菌群組成、多樣性及動態變化，以期為長江鱘幼魚的健康養殖和病害分析提供參考依據。

1 材料與方法

1.1 實驗材料

實驗所用長江鱘幼魚由中華鱘研究所2022 年春季自主繁育。2022 年6—9 月單養在直徑4 m、水深0.8 m 的圓形流水養殖池。水源為井水和塘水混合水，6、7 和9 月每日投喂2 次鱘魚配合飼料，投喂量約為魚體質量的1%；8 月水溫升高，調整為每日投喂1 次鱘魚配合飼料，投喂量約為魚體質量的0.5%。養殖期間每日排污2 次，換水量約為20%，每周開展常規水質監測。

1.2 樣品采集

春夏季節，水溫適宜，各種病原體容易滋生繁殖，是魚類疾病的高發期。2022 年6—9 月期間，每月對長江鱘幼魚開展一次體表黏液、腸道內容物及其養殖水體樣品的采集工作，每種樣品設置6 個平行。黏液樣品和腸道內容物樣品的采集方法為：隨機挑取6 尾魚，在2 mL 無菌EP 管中加入1 mL無菌水，用無菌鑷輕輕刮取鰭條、腹部、體側及背部黏液與無菌水混合均勻，于—80 ℃保存備測。隨后，用75% (φ) 乙醇棉球對魚肛門、腹部及體側進行消毒，用無菌解剖剪從腹部剪開，取出腸道，用無菌PBS 緩沖液沖洗3 次，無菌棉球擦拭干燥后將瓣腸、直腸腸道內容物置于2 mL 無菌EP 管中，于—80 ℃保存備測。同時，采集與黏液、腸道樣品同時期的養殖水體樣品，采集方法為：在養殖池3 個對角線點分別用無菌水樣采集袋采集500 mL水樣，3 個水樣混合均勻，用0.22 μm 濾膜抽濾收集菌體，—80 ℃保存備測。

1.3 16S rRNA 高通量測序

采集的全部樣品于干冰保存送至上海美吉生物醫藥科技有限公司進行16S rRNA 高通量測序。具體流程如下：利用Fast DNA?Spin Kit for Soil (MP Biomedical，美國) 試劑盒提取黏液、腸道內容物及其水環境微生物總DNA，用1% (w) 瓊脂糖凝膠電泳檢測DNA 的質量。使用V3—V4 變異區引物(338F-806R) 進行PCR 擴增，產物經回收、純化后進行定量和均一化處理，構建文庫并通過Illumina Miseq PE300 平臺進行高通量測序。

1.4 數據處理及生物信息學分析

在美吉生物云平臺完成數據處理及生物信息學分析工作。使用Fastp 0.19.6 軟件對測序得到的原始數據進行質控，使用Flash 1.2.11 軟件進行拼接。使用Uparse 11 軟件根據97%的相似度對序列進行OTU 聚類并剔除嵌合體。采用PDR Classifier 2.13 軟件對每條序列進行物種注釋分類，設置比對閾值為70%，比對Silva 16S rRNA 數據庫。按照最小樣本序列數對數據抽平處理后，進行物種組成分析、Alpha 和Beta 多樣性分析、潛在病原菌分析及功能預測分析，采用Kruskal-Wallis 秩和檢驗開展指數間差異檢驗。

2 結果

2.1 測序結果分析

共計采集到長江鱘幼魚黏液、腸道內容物、養殖水體樣品72 個，PCR 擴增顯示69 個樣品滿足實驗要求，測序結果顯示69 個樣品共計獲得3 462 138條高質量序列，有效序列的平均長度為417 bp。對有效序列進行97% 的相似性聚類，可劃分為4 349 個OTUs，鑒定出50 門、154 綱、381 目、632 科、1 306 屬、2 360 種。各樣品稀釋曲線顯示稀釋曲線已到達平臺期 (圖1)，表明本次測序幾乎已覆蓋所有的細菌，可真實反映出細菌的群落結構和多樣性。

圖1 樣品稀釋曲線Fig.1 Rarefaction curves and Shannon curves of different samples

2.2 多樣性分析

Venn 圖分析顯示，長江鱘幼魚黏液、腸道內容物和養殖水體共有OTUs 數量為485 個，養殖水體特有OTUs 數量最多 (1 229 個)，黏液和腸道內容物特有OTUs 數量相似，分別為680 和691 個(圖2)。三者之間微生物多樣性存在差異。Chao 指數和Ace 指數顯示，黏液和腸道內容物微生物物種豐富度無顯著性差異，二者均極顯著低于養殖水體(P<0.001，圖3-a、3-b)。Shannon 指數和Simpson指數顯示，養殖水體微生物的物種多樣性最高、黏液次之、腸道內容物最低 (圖3-c、3-d)?；赽ray_curtis 的PCoA 分析顯示，黏液和腸道內容物樣本部分重疊 (圖4-a)，說明二者的菌群差異較小，而養殖水體與二者間有一定距離，說明它們之間的菌群具有差異?；谙嗤嚯x算法的樣本層級聚類分析將樣本明顯分成2 個簇 (圖4-b)，其中黏液和腸道內容物聚為一簇，養殖水體單獨為一簇，表明黏液和腸道內容物菌群更為相似，且可與養殖水體菌群區分開來。

圖2 黏液、腸道內容物及其養殖水體 OTUs 分布 Venn 圖Fig.2 Venn diagram analysis of mucus,intestinal content and culture water

圖3 黏液、腸道內容物及其養殖水體中微生物的 Alpha 多樣性指數間差異檢驗注：*.P<0.05；**.P<0.01；***.P<0.001。Fig.3 Alpha diversity difference of microorganism in mucus,intestinal content and culture waterNote: *.P<0.05; **.P<0.01; ***.P<0.001.

圖4 黏液、腸道內容物及養殖水體中微生物的 Beta 多樣性注：a.PCoA 圖 (屬水平)；b.樣本層級聚類樹 (屬水平)。Fig.4 Beta diversity of bacteria in mucus,intestinal content and culture waterNote: a.PCoA on genus level; b.Hierarchical clustering tree on genus level.

2.3 物種組成及變化分析

在門水平，長江鱘幼魚黏液和腸道內容物微生物優勢菌門較為相似，均以放線菌門、變形菌門和厚壁菌門為主，不同門類的排列順序有所差異(圖5-a、5-b)。6—9 月期間，黏液微生物優勢菌門變幅不大，而腸道內容物微生物中梭桿菌門在8 月明顯增加，在9 月明顯減少并趨于正常，這可能與高溫季節投喂頻率和投喂量下降有關。養殖水體微生物優勢菌門依次為變形菌門、擬桿菌門和厚壁菌門，與前兩者優勢菌門有所差異 (圖5-c)。6 月，養殖水體中排名前三的優勢菌門分別為變形菌門 (占比58.91%)、厚壁菌門 (35.60%) 和擬桿菌門 (3.46%)。7 月，養殖水體微生物優勢菌門發生改變，擬桿菌門成為第一優勢菌門 (占比46.80%)，變形菌門下降至25.45%，厚壁菌門下降至3.16% (圖5-c)。8—9 月，開始重新建立新的平衡。9 月，變形菌門恢復為第一優勢菌門 (占比60.29%)，擬桿菌門成為第二優勢菌門 (占比34.08%)，厚壁菌門占比3.07%。6—9 月，養殖水體優勢菌門排序發生變化可能與高溫、枯水期水源改變有關。

圖5 黏液 (a)、腸道內容物 (b) 及養殖水體中 (c) 微生物在門水平的菌群結構組成Fig.5 Dominant species of bacteria in mucus (a),intestinal content (b) and culture water (c) on phylum level

在屬水平，長江鱘幼魚黏液優勢菌群為紅球菌屬 (Rhodococcus)、產堿菌屬 (Alcaligenes)、不動桿菌屬、檸檬酸桿菌屬 (Citrobacter) 和葉桿菌屬(Phyllobacterium) (圖6-a)。6 月以紅球菌屬 (占比31.25%)、葉桿菌屬 (17.72%) 和不動桿菌屬(14.53%) 為主；7 月葉桿菌屬、不動桿菌屬占比降低，優勢菌屬變為以紅球菌屬 (51.13%)和產堿菌屬 (28.07%) 為主；8 月仍以紅球菌屬 (53.91%)、產堿菌屬 (30.40%) 為主；9 月以紅球菌屬 (35.06%)、產堿菌屬 (19.81%)、檸檬酸桿菌屬 (16.16%) 和不動桿菌屬(13.11%) 為主。腸道內容物優勢菌屬為紅球菌屬、葉桿菌屬、鯨桿菌屬、乳球菌屬 (Lactococcus) 和Clostridium_sensu_stricto_1(圖6-b)。6 月以紅球菌屬 (38.25%)、Clostridium_sensu_stricto_1(26.69%) 和葉桿菌屬 (24.95%) 為主；7 月Clostridium_sensu_stricto_1占比大幅下降，以紅球菌屬(54.60%) 和葉桿菌屬 (27.59%) 為主；8 月，隨著投喂頻率和投喂量的下降，鯨桿菌屬成為第一大優勢菌屬 (37.43%)，其次為紅球菌屬 (32.20%)，葉桿菌屬 (14.76%) 為第三大優勢菌屬；9 月，紅球菌屬恢復為第一優勢菌屬 (30.28%)，乳球菌屬激增成為第二大優勢菌屬 (29.32%)，葉桿菌屬為第三大優勢菌屬 (14.86%)。養殖水體中優勢菌屬為黃桿菌屬(Flavobacterium)、不動桿菌屬、乳球菌屬和檸檬酸桿菌屬 (圖6-c)。6 月以不動桿菌屬 (45.37%) 和乳球菌屬 (28.57%) 為主；隨著水溫升高和枯水期水源改變，7—8 月菌群種類更加豐富，打破原有平衡，黃桿菌屬成為第一優勢菌屬；9 月形成以黃桿菌屬 (28.30%)、檸檬酸桿菌屬 (24.12%) 和不動桿菌屬 (19.40%) 為主的新平衡。

圖6 黏液 (a)、腸道內容物 (b) 及養殖水體中 (c) 微生物在屬水平的菌群結構組成Fig.6 Dominant species of bacteria in mucus (a),intestinal content (b) and culture water (c) on genus level

2.4 潛在病原菌的分析

對OTU 豐度進行統計，選擇豐度前50 個OTUs 在屬水平進行熱圖分析，以展示潛在病原菌在黏液、腸道內容物和養殖水體中的分布情況(圖7)。發現檸檬酸桿菌屬、不動桿菌屬、黃桿菌屬、愛德華氏菌屬 (Edwardsiella)、假單胞菌屬(Psedomonas)、鄰單胞菌屬 (Plesiomonas) 和氣單胞菌屬 (Aeromonas) 共計7 種潛在病原菌菌屬。養殖水體中潛在病原菌分布最廣，以檸檬酸桿菌屬、不動桿菌屬、黃桿菌屬、鄰單胞菌屬和氣單胞菌屬為主；黏液次之，以檸檬酸桿菌屬、不動桿菌屬和鄰單胞菌屬為主；腸道內容物中各病原菌屬分布較窄。

圖7 屬水平下黏液、腸道內容物及其養殖水體中微生物組成熱圖Fig.7 Heatmap of microbial communities in mucus,intestinal content and culture water on genus level

2.5 表型預測分析

為進一步了解長江鱘幼魚黏液、腸道內容物及養殖水體微生物菌群的功能輪廓，利用BugBase 對細菌表型進行預測。BugBase 表型預測分析開展了革蘭氏陽性、革蘭氏陰性、厭氧、兼性厭氧、好氧和潛在致病性共計6 種表型特征。結果顯示，腸道內容物以革蘭氏陽性菌為主 (占比62.57%，圖8-a)，黏液和養殖水體以革蘭氏陰性菌為主，分別占比59.70% 和71.18% (圖8-b)。在厭氧菌組成方面，腸道內容物厭氧菌豐度最高，養殖水樣次之，黏液厭氧菌豐度最低 (圖8-c)；在兼性厭氧菌組成方面，養殖水體兼性厭氧菌顯著高于黏液和腸道內容物 (圖8-d)；在好氧菌組成方面，黏液好氧菌豐度為79.87%，腸道內容物為62.73%，養殖水體為37.31% (圖8-e)。有潛在致病性的菌群主要富集在養殖水體和黏液中，遠高于腸道內容物(圖8-f)。

圖8 利用BugBase 對黏液、腸道內容物及養殖水體中微生物菌群表型進行預測分析Fig.8 Phenotype analysis of bacteria in mucus,intestinal content and culture water by BugBase

3 討論

微生物是生命世界中豐富多樣的生物資源，不同來源的微生物表現出不同的菌群結構和特征。本研究對長江鱘幼魚黏液、腸道內容物及養殖水體的微生物菌群結構進行分析，結果顯示三者間的菌群結構兼具相似性和差異性。魚類表皮細胞分泌大量黏液，其微生物群落結構會受到物種、餌料、發育進程以及健康狀態的影響，但這些影響隨著宿主發育而逐漸減弱[14]。魚類體表黏液根據自身需要建立特定菌群，并在特定發育時期保持相對穩定[15]。研究認為魚類黏液微生物菌群結構和功能與腸道具有相似性[16]。本研究中，Alpha 和Beta 多樣性分析表明黏液和腸道內容物微生物菌群結構更為相似，且可與養殖水體微生物菌群區分開來。推測可能是魚類體表黏液和腸道與機體互利共存、相互作用的結果。養殖水體中存在大量的微生物，它們參與各項物質循環，維持整個養殖系統的生態平衡[17]。研究表明，斑點叉尾鮰 (Ictalunespunctatus)[18]、大菱鲆 (Scophthalmusmaximus)[19]、花鱸 (Lateolabraxjaponicus) 和日本黃姑魚 (Nibeajaponica)[20]腸道的微生物多樣性低于養殖水體。本研究結果與上述結果一致，Alpha 多樣性分析結果顯示，長江鱘幼魚腸道內容物中微生物的菌群豐富度和多樣性低于同時期養殖水體，且差異顯著 (P<0.001)。

在門水平，虹鱒 (Oncorhynchusmykiss) 體表黏液以變形菌門和擬桿菌門為主[21]；小頭裸裂尻魚體表皮膚的優勢菌門為放線菌門和變形菌門[9]。變形菌門、厚壁菌門、梭桿菌門是大口黑鱸 (Micropterussalmoides) 腸道菌群的優勢菌門[22]；變形菌門、放線菌門和擬桿菌門是玫瑰高原鰍 (Triplophysarosa) 腸道的主要菌群[23]；變形菌門、擬桿菌門和厚壁菌門是石首魚 (Aplodinotusgrunniens) 腸道的優勢菌門[24]。本研究發現，長江鱘幼魚黏液和腸道內容物的優勢菌門較為相似，均為放線菌門、變形菌門和厚壁菌門，與上述學者的研究結果有所差異?？赡苁怯捎诓煌M織來源、不同種類的微生物菌群因其宿主特征、餌料種類、組織特性不同，其優勢菌門會呈現不同組成變化。本研究顯示6—9 月期間各門類比例呈現動態變化，其中黏液動態變幅不大，而腸道內容物在8 月出現梭桿菌門明顯增加，9 月明顯下降恢復正常的現象。這可能與8 月水溫升高降低日投喂量和投喂頻率，9 月恢復正常投喂有關。這提示我們改變投喂策略可以直接影響腸道優勢菌門的組成。

在門水平對養殖水體優勢菌群進行研究，結果表明遼寧長海刺參 (Apostichopusjaponicus) 養殖池水體[25]和凡納濱對蝦 (Litopenaeusvannamei) 異養、自養型生物絮團[26]以變形菌門和擬桿菌門為主；4 種鱘鰉網箱養殖水體優勢菌門由變形菌門、放線菌門和擬桿菌門等組成[27]。本研究養殖水體中變形菌門、擬桿菌門和厚壁菌門占優勢地位，與上述結果相一致。同時，本研究發現養殖水體隨外界因素影響呈現動態變化。6 月，優勢菌門排列由高到低依次為變形菌門、厚壁菌門和擬桿菌門。7 月，枯水期水源改變導致擬桿菌門成為第一優勢菌門，變形菌門降至第二。9 月，水源逐步趨于穩定，形成以變形菌門、擬桿菌門、厚壁菌門為主的新平衡狀態。變形菌門是細菌中最大的一個門，具有利用碳源，去除氮與磷，降解有機物等作用[28-29]。擬桿菌門作為第二優勢菌門，在降解生物大分子、發酵碳水化合物、參與碳循環等方面具有重要作用[30-31]。

在屬水平，長江鱘體表黏液優勢菌屬為紅球菌屬、產堿菌屬、不動桿菌屬、檸檬酸桿菌屬和葉桿菌屬；腸道內容物優勢菌屬為紅球菌屬、葉桿菌屬、鯨桿菌屬、乳球菌屬和Clostridium_sensu_stricto_1；養殖水體中優勢菌屬為黃桿菌屬、不動桿菌屬、乳球菌屬和檸檬酸桿菌屬。其中黏液和腸道內容物共同優勢菌屬2 個，且第一優勢菌屬相同，黏液和養殖水體共同優勢菌屬2 個，腸道內容物和養殖水體共同優勢菌屬1 個。魚體黏液與水環境密切接觸，水環境中含有復雜多樣的微生物群落，但物種組成分析結果和多樣性結果均顯示黏液與養殖水體的相似性低于其與腸道的相似性。推測產生此現象的原因有兩種：1) 黏液作為機體的第一道防御屏障，含有大量的土著微生物，水環境中的微生物難以定殖成功，其在水環境中會選擇自身需要的微生物并構建特定的群落；2) 黏液和腸道共同與宿主互相作用、互相影響，宿主利用各種防御機制將二者中的微生物群落維持在一定的范圍，以保障機體健康生長。

水產養殖中，細菌性疾病是制約養殖成活率的一大瓶頸[32-33]。眾所周知，條件病原菌廣泛存在于養殖環境和魚體內外，當魚體體質下降或外界環境惡化極易導致病害的發生。已報道的鱘魚病害研究顯示，柱狀黃桿菌 (Flavobacteriumcolumnare) 可導致中華鱘 (A.sinensis) 患爛鰓病[34]；嗜水氣單孢菌(Aeromonashydrophila)[35-36]、維氏氣單胞菌 (A.veronii)[37]、遲緩愛德華氏菌 (Edwardsiellatarda)[38]、弗氏檸檬酸桿菌 (Citrobacterfreundii)[39]可導致西伯利亞鱘 (A.baerii)、達氏鱘、中華鱘患細菌性敗血癥；惡臭假單胞菌 (Pseudomonasputida) 可導致雜交鱘 (Husodauricus♀×Acipenserschrenckii♂) 患腸炎病[40]；停乳鏈球菌 (Streptococcusdysgalactiae)[41]、海豚鏈球菌 (S.iniae)[42]可導致俄羅斯鱘 (A.gueldenstaedti)、波斯鱘 (A.persicus) 患鏈球菌??；偶發分枝桿菌 (Mycobacteriumfortuitum)[43]、龜分枝桿菌 (M.chelonae)[44]、海分枝桿菌 (M.marinum)[45]可導致小體鱘 (A.ruthenus)、俄羅斯鱘、中華鱘患分枝桿菌病。本研究通過對豐度前50 個OTUs 在屬水平進行熱圖分析，發現潛在病原菌在長江鱘幼魚黏液、腸道內容物及養殖水體中普遍存在，共計發現7 個潛在病原菌屬：檸檬酸桿菌屬、不動桿菌屬、黃桿菌屬、愛德華氏菌屬、假單胞菌屬、鄰單胞菌屬和氣單胞菌屬。提示在養殖過程中容易發生爛鰓病、腸炎病和細菌性敗血癥。潛在病原菌在三者之間的分布關系為養殖水體最廣、黏液次之、腸道內容物最窄，表明在適宜的條件下，潛在病原菌可能會由外向內導致上述疾病的發生。

通過BugBase 對細菌表型進行預測分析發現，長江鱘幼魚黏液、腸道內容物及養殖水體中存在革蘭氏陰性菌和陽性菌。其中腸道內容物的優勢菌群為革蘭氏陽性菌，占比超過60%；黏液和養殖水體的優勢菌群均為革蘭氏陰性菌，占比分別為60%和70%。研究發現達氏鰉 (Husodauricus)[46]和大瀧六線魚幼魚[47]腸道中革蘭氏陽性菌分別占比80% 和56%，與本研究結果相似。這與梭菌屬、乳球菌屬等革蘭氏陽性菌的功能有關，它們可以在腸道中發酵碳水化合物、利用蛋白質和糖分，幫助魚類從餌料中獲取營養和能量[48-49]。已有研究顯示小頭裸裂尻魚皮膚黏膜微生物中革蘭氏陰性菌占比約為50%[9]，南極中山站上層海水微生物中革蘭氏陰性菌占比約為60%[14]，二者革蘭氏陰性菌比例均小于本研究，這可能與物種、水源以及發育進程的影響相關。在氧氣需求方面，黏液和腸道內容物以好氧菌為主；養殖水體以好氧菌和兼性厭氧菌為主。與黏液和養殖水體相比，腸道內容物中含有更多的厭氧菌，Clostridium_sensu_stricto_1在腸道厭氧菌中占比超過70%，成為優勢菌屬。Clostridium_sensu_stricto_1具有促進短鏈脂肪酸(SCFAs) 產生，改善腸道微生物結構的作用[50]。在人類醫學研究中發現，Clostridium_sensu_stricto_1可以通過阻礙病原微生物的定殖進而增強嬰兒腸道中細菌的耐藥性[51]。潛在致病性菌群在養殖水體和黏液中占比均超過45%，遠遠高于腸道內容物(0.2%)。由此可見，養殖水體和黏液中存在著大量的條件致病菌，當魚體處于應激狀態或養殖環境惡化時，可能導致病害的發生。

4 結論

本研究利用高通量測序技術對長江鱘幼魚黏液、腸道內容物及養殖水體的微生物多樣性進行了研究。發現養殖水體的微生物多樣性最高、黏液次之、腸道內容物最低。黏液和腸道微生物菌群結構更為相似，且可與養殖水體微生物菌群區分開來。養殖水體和黏液中存在大量的潛在致病菌，當魚體處于應激狀態或養殖環境惡化時，可能導致病害的發生。

致謝：衷心感謝三峽金沙江川云水電開發有限公司柯偉主任在本研究過程中給予的支持與幫助！