綿羊卵泡中抗氧化酶表達的研究

岱紅艷，白 雪，張 寧，張家新

（1.內蒙古農業大學動物科學學院，內蒙古 呼和浩特 010018；2.內蒙古自治區羊遺傳育種與繁殖重點實驗室，內蒙古呼和浩特 010018；3.農業農村部肉羊遺傳育種重點實驗室，內蒙古 呼和浩特 010018）

卵巢的基本功能單位是卵泡， 卵泡由不同類型的細胞組成，其中，卵泡膜細胞和顆粒細胞是重要的體細胞， 它們的生理特性決定了卵泡發育能力和卵母細胞質量。在卵泡發育過程中，三級卵泡階段開始形成卵泡腔。 卵泡直徑的增大主要依靠顆粒細胞和卵泡膜細胞的增殖以及卵泡液的積累［1］。 隨著卵泡的發育，其體積逐漸增大，對腺苷三磷酸（adenosine triphosphate，ATP）的需求也增加，但是在ATP 產生過程中也會形成大量的副產物，如活性氧（reactive oxygen species，ROS）。 正常水平的ROS 對卵泡發育至關重要，通過信號傳導調節卵泡各種生理功能， 包括減數分裂恢復、排卵、黃體維持和消退［2］。但過量的ROS 則會引起細胞的氧化損傷并誘導細胞凋亡， 對卵巢功能和卵母細胞質量產生有害影響，因此，維持卵泡中ROS水平在正常范圍內對卵母細胞成熟非常重要。 調節細胞內抗氧化功能的關鍵酶主要有超氧化物歧化酶 （superoxide dismutase，SOD）、 過氧化氫酶（catalase，CAT）、谷胱甘肽過氧化物酶（glutathione peroxidase，GPX） 和 過 氧 化 物 酶（peroxidase，PRDX）。 大量研究發現，在小鼠［3］、大鼠［4］、山羊［5］、牛［6］等動物的卵泡中都可以檢測到SOD、CAT 和GPX 的活性，PRDX 在動物卵泡中的表達情況仍鮮見報道， 然而這些抗氧化酶在綿羊不同直徑卵泡中的表達情況鮮有報道。鑒于此，筆者系統地研究了綿羊不同直徑有腔卵泡發育過程中卵泡液ROS 含量、總抗氧化能力（total antioxidant capacity，TAC）以及SOD、CAT、GPX、PRDX 的活性變化，分析了不同直徑卵泡的膜細胞、壁層顆粒細胞、卵丘細胞中Cu/Zn-SOD、CAT、GPX3、PRDX6 基因的mRNA 相對表達水平差異， 為進一步研究綿羊卵泡抗氧化功能的調節機制提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 樣品采集

1.1.1 卵巢的采集

于2020 年11 月至2022 年12 月， 從內蒙古呼和浩特市某屠宰場收集10～12 月齡、體重相近、健康的小尾寒羊的卵巢（共50 個），將采集的卵巢放入生理鹽水中，快速帶回實驗室處理。

1.1.2 卵泡液的收集

在卵巢表面選取不同直徑的有腔卵泡 （大腔≥6.0 mm，中腔2.0～6.0 mm，小腔≤2.0 mm）抽取卵泡液， 液氮保存后用于后續抗氧化酶活性的檢測。

1.1.3 卵泡膜細胞的收集

用生理鹽水清洗卵巢后，縱向剖開，將卵巢皮質剪成小條，剝開小腔、中腔、大腔卵泡，PBS 液清洗3 次，剖開卵泡，用刀刮除卵泡內壁以便清除壁層顆粒細胞，再用PBS 液清洗3 次，用眼科剪盡可能將卵泡膜剪碎后加液氮碾碎，使細胞完全分離。

1.1.4 壁層顆粒細胞的收集

使用10 mL 注射器分別抽取小腔、中腔、大腔卵泡的內容物，利用體視顯微鏡挑選出卵丘-卵母細胞復合體（cumulus-oocyte complexs，COCs）。 將剩余的壁層顆粒細胞懸浮液在室溫條件下1 500 r/min離心5 min，棄上清液，回收下層細胞沉淀，用PBS液清洗3 次后離心，凍存用于后續試驗［7］。

1.1.5 卵丘細胞的收集

將COCs 用渦旋儀振蕩15 min， 剔除裸卵后收集分散的卵丘細胞，用PBS 清洗3 次，在室溫條件下1 500 r/min 離心5 min，棄上清液，保存細胞沉淀凍存備用［7］。

1.2 蛋白濃度的檢測

檢測ROS 含量、TAC 以 及SOD、CAT、GPX、PRDX 活性時需要將卵泡液適當稀釋后再進行測定，因此，根據BCA 蛋白濃度測定試劑盒（武漢博士德生物工程有限公司）分別對綿羊大腔、中腔、小腔卵泡的卵泡液進行蛋白濃度檢測。在96 孔板中依次加入準備的標準品和待測樣品各20 μL，之后在每個測定孔中再加200 μL BCA 工作液，孵育箱設置37 ℃，搖床孵育20 min 后，使用酶標儀（美國Bio-Tek 公司） 在562 nm 波長下測定吸光度值，根據要求計算出樣品的蛋白濃度，最后乘以稀釋倍數［8］。

1.3 總抗氧化能力的檢測

根據總抗氧化能力檢測試劑盒（上海碧云天生物技術有限公司） 對卵泡液中的TAC 進行檢測。 首先準備過氧化物酶工作液以及大腔、中腔、小腔卵泡的卵泡液各10 μL、適量準備ABTS 工作液，并設置空白對照組，依次加入96 孔板中，室溫孵育6 min 之后在414 nm 下測定吸光度值， 最后通過標準曲線計算出總抗氧化能力［8］。

1.4 活性氧檢測

根據活性氧檢測試劑盒（北京索萊寶科技有限公司）對卵泡液中的ROS 水平進行檢測，使用1∶1 000 無血清培養液稀釋DCFH-DA，使其濃度為10 μmol/L，細胞培養箱內設置為37 ℃孵育20 min，在488 nm 激發波長、525 nm 發射波長下， 用酶標儀檢測熒光強度。

1.5 抗氧化酶活性檢測

1.5.1 SOD 活性的檢測

使用超氧化物歧化酶活性檢測試劑盒 （上海碧云天生物技術有限公司）對卵泡液中的SOD 活性進行檢測。 準備卵泡液樣品、SOD 檢測緩沖液、WST-8 酶和工作液， 依次加入96 孔板中37 ℃孵育30 min。 之后使用酶標儀在450 nm 下測定吸光度值，最后按要求計算卵泡液中的SOD 活性［8］。

1.5.2 CAT 活性的檢測

根據過氧化氫酶活性檢測試劑盒 （上海碧云天生物技術有限公司）對卵泡液中的CAT 活性進行檢測。首先設置空白對照組，1∶50 稀釋不同直徑有腔卵泡的卵泡液樣品， 準備過氧化氫酶檢測緩沖液和過氧化氫溶液，加入96 孔板中并用搖床混勻，25 ℃孵育5 min 后加入終止液。 離心管中加入40 μL 過氧化氫酶檢測緩沖液，再加入10 μL 上述反應體系輕輕混勻。 在96 孔板中先加入10 μL上述反應液，再加200 μL 顯色工作液。 25 ℃孵育15 min，用酶標儀在520 nm 下測定吸光度值，根據要求計算出CAT 活性［8］。

1.5.3 GPX 活性的檢測

使用總谷胱甘肽過氧化物酶檢測試劑盒 （上海碧云天生物技術有限公司）對卵泡液的GPX 活性進行檢測。 準備GPX 檢測緩沖液和GPX 檢測工作液，1∶50 稀釋樣品后加入96 孔板中， 充分混勻，之后加40 μL GPX 檢測工作液，室溫下孵育15 min 后立刻加10 μL 過氧化物試劑溶液充分混勻，用酶標儀在340 nm 下測定吸光度值，10 min之內連續測定5 次，最后根據要求計算GPX 活性［8］。

1.5.4 PRDX 活性的檢測

使用過氧化物酶活性檢測試劑盒 （蘇州格銳思生物科技有限公司） 對卵泡液的PRDX 活性進行檢測，在96 孔板中依次加入卵泡液樣品和試劑盒內的試劑一、 試劑二、 試劑三， 混勻后立即在470 nm 處讀取吸光度值A1，1 min 后讀取吸光度值A2，最后根據要求計算出PRDX 活性［8］。

1.6 卵泡膜細胞、壁層顆粒細胞和卵丘細胞的總RNA 提取和抗氧化酶基因mRNA 相對表達量的qPCR 檢測

卵泡膜細胞、 壁層顆粒細胞和卵丘細胞總RNA 提取使用TransZol Up 試劑盒（北京全式金生物技術股份有限公司）， 使用TaKaRa 反轉錄試劑盒將總RNA 反轉錄為cDNA。 根據GenBank 中公布的綿羊cDNA 序列，利用BLAST 設計抗氧化酶基因引物（見表1）。 引物由生工生物工程（上海）股份有限公司合成。 根據熒光定量PCR 試劑盒TB GreenRPremix Ex TaqTMⅡ（TaKaRa 公司）說明書進行qPCR 試驗， 對不同直徑有腔卵泡中Cu/Zn-SOD、CAT、GPX3 和PRDX6 基因的mRNA 表達量進行相對定量分析。 將β-actin 作為內參基因，利用2-ΔΔCt法計算上述抗氧化酶基因mRNA 在綿羊卵泡膜細胞、 壁層顆粒細胞和卵丘細胞中的相對表達量。

1.7 統計分析

使用SAS 9.2 軟件進行F 檢驗統計分析，所有試驗重復3～5 次，P＜0.01 表示差異極顯著，P＜0.05表示差異顯著，P＞0.05 表示差異不顯著。

2 結果與分析

2.1 綿羊不同直徑有腔卵泡的卵泡液中總抗氧化能力和總活性氧含量檢測結果

分別對不同直徑有腔卵泡的卵泡液中的TAC和ROS 含量進行測定。 如圖1 所示，從小腔卵泡到大腔卵泡，卵泡液中的TAC 呈上升趨勢，但差異不顯著（P>0.05）；從小腔卵泡到大腔卵泡，卵泡液中的ROS 含量呈下降趨勢， 但差異不顯著（P>0.05）。

圖1 綿羊不同直徑卵泡中卵泡液總抗氧化能力和活性氧含量測定結果

2.2 綿羊不同直徑卵泡液中抗氧化酶活性檢測結果

如圖2 所示，小腔卵泡中卵泡液的SOD 活性與中腔卵泡無顯著（P>0.05）差異，但極顯著（P＜0.01）高于大腔卵泡，中腔卵泡的卵泡液中的SOD活性顯著（P＜0.05）高于大腔卵泡。 在卵泡液CAT活性方面，中腔卵泡和大卵泡極顯著（P＜0.01）高于小腔卵泡，且兩者間無顯著（P>0.05）差異。 小腔卵泡的卵泡液中的GPX 活性極顯著（P＜0.01）高于大腔卵泡， 而中腔卵泡與小腔卵泡和大腔卵泡差異不顯著（P＞0.05）。 卵泡液PRDX 活性從小腔卵泡到中腔卵泡再到大腔卵泡呈極顯著（P＜0.01）下降趨勢。

圖2 綿羊不同直徑卵泡的卵泡液中抗氧化酶活性

2.3 綿羊不同直徑卵泡中卵泡膜細胞、壁層顆粒細胞和卵丘細胞的Cu/Zn-SOD 基因mRNA 相對表達量檢測結果

如圖3 所示， 小腔卵泡中卵泡膜細胞的Cu/Zn-SOD 基因的mRNA 相對表達水平極顯著 （P＜0.01）高于中腔卵泡和大腔卵泡，中腔卵泡與大腔卵泡差異不顯著（P＞0.05）。 如圖4 所示，小腔卵泡中壁層顆粒細胞的Cu/Zn-SOD 基因mRNA 相對表達水平極顯著（P＜0.01）高于中腔卵泡和大腔卵泡，中腔卵泡與大腔卵泡差異不顯著（P＞0.05）。 如圖5 所示，卵丘細胞中Cu/Zn-SOD 基因的mRNA相對表達水平在中腔卵泡中極顯著（P＜0.01）高于小腔和大腔卵泡，且大腔卵泡極顯著（P＜0.01）高于小腔卵泡。

圖3 綿羊不同直徑卵泡的卵泡膜細胞中Cu/Zn-SOD 基因的mRNA 相對表達水平

圖4 綿羊不同直徑卵泡的壁層顆粒細胞中Cu/Zn-SOD基因的mRNA 相對表達水平

圖5 綿羊不同直徑卵泡的卵丘細胞中Cu/Zn-SOD基因的mRNA 相對表達水平

2.4 綿羊不同直徑卵泡中卵泡膜細胞、壁層顆粒細胞和卵丘細胞的CAT 基因mRNA 相對表達量檢測結果

如圖6 所示， 大腔卵泡中卵泡膜細胞的CAT基因mRNA 相對表達水平極顯著（P＜0.01）高于小腔卵泡和中腔卵泡， 小腔卵泡與中腔卵泡差異不顯著（P>0.05）。 如圖7 所示，大腔卵泡中壁層顆粒細胞的CAT 基因mRNA 相對表達水平極顯著（P＜0.01）高于小腔卵泡和中腔卵泡，且小腔卵泡顯著（P＜0.05）高于中腔卵泡。 如圖8 所示，小腔卵泡中卵丘細胞的CAT 基因mRNA 相對表達水平極顯著（P＜0.01）低于中腔卵泡和大腔卵泡，且中腔卵泡顯著（P＜0.05）低于大腔卵泡。

圖6 綿羊不同直徑卵泡的卵泡膜細胞中CAT基因的mRNA 相對表達水平

圖7 綿羊不同直徑卵泡的壁層顆粒細胞中CAT基因的mRNA相對表達水平

圖8 綿羊不同直徑卵泡中卵丘細胞中CAT基因的mRNA 相對表達水平

2.5 綿羊不同直徑卵泡中卵泡膜細胞、壁層顆粒細胞和卵丘細胞的GPX3 基因mRNA 相對表達量檢測結果

如圖9 所示，小腔卵泡中卵泡膜細胞的GPX3基因mRNA 相對表達水平極顯著（P＜0.01）高于中腔卵泡和大腔卵泡， 中腔卵泡與大腔卵泡差異不顯著（P＞0.05）。 如圖10 所示，小腔卵泡中壁層顆粒細胞的GPX3 基因mRNA 相對表達水平極顯著（P＜0.01）高于中腔卵泡和大腔卵泡，中腔卵泡與大腔卵泡差異不顯著（P＞0.05）。 如圖11 所示，卵丘細胞中GPX3 基因的mRNA 相對表達水平在中腔卵泡中極顯著（P＜0.01）高于小腔卵泡和大腔卵泡，且中腔卵泡與大腔卵泡差異不顯著（P＞0.05）。

圖9 綿羊不同直徑卵泡的卵泡膜細胞GPX3基因的mRNA 相對表達水平

圖10 綿羊不同直徑卵泡壁層顆粒細胞中GPX3 基因的mRNA 相對表達水平

圖11 綿羊不同直徑卵泡卵丘細胞中GPX3基因的mRNA 相對表達水平

2.6 綿羊不同直徑卵泡中卵泡膜細胞、壁層顆粒細胞和卵丘細胞的PRDX6 基因mRNA 相對表達量檢測結果

如圖12 所示， 小腔卵泡中卵泡膜細胞的PRDX6 基因mRNA 相對表達水平極顯著 （P＜0.01）高于中腔卵泡和大腔卵泡，且中腔卵泡極顯著（P＜0.01）高于大腔卵泡。 如圖13 所示，小腔卵泡中壁層顆粒細胞的PRDX6 基因mRNA 相對表達水平極顯著 （P＜0.01） 高于中腔卵泡和大腔卵泡，中腔卵泡與大腔卵泡差異不顯著（P＞0.05）。 如圖14 所示，卵丘細胞中PRDX6 基因的mRNA 相對表達水平在中腔卵泡中極顯著（P＜0.01）高于小腔卵泡和大腔卵泡， 小腔卵泡與大腔卵泡差異不顯著（P＞0.05）。

圖12 綿羊不同直徑卵泡的卵泡膜細胞中PRDX6基因的mRNA 相對表達水平

圖13 綿羊不同直徑卵泡壁層顆粒細胞中PRDX6基因的mRNA 相對表達水平

圖14 綿羊不同直徑卵泡卵丘細胞中PRDX6基因的mRNA 相對表達水平

3 討論

卵泡主要由卵母細胞、 顆粒細胞和卵泡膜細胞組成， 卵泡膜細胞通過兩個主要方面參與卵泡的全面發育：一是雄激素的合成和分泌，二是為顆粒細胞和卵母細胞發育提供能量和信號交換。 隨著卵泡發育， 顆粒細胞又分為壁層顆粒細胞和卵丘細胞兩類， 卵丘細胞的主要功能是保證卵母細胞的生長和發育，而壁層顆粒細胞起到屏障作用，維持卵泡結構并發揮主要類固醇激素合成的功能［9］。 隨著卵泡發育，類固醇生成和代謝需求不斷增強［10-11］，ROS 生產也不斷升高，卵泡面臨的氧化應激也隨之增加。 卵母細胞和體細胞的分泌物組成了卵泡液微環境， 可通過分子和生化途徑調節卵巢功能。 卵泡液中的活性氧很容易與細胞內其他分子（例如蛋白質、脂質及DNA）反應，并可能導致細胞損傷和功能破壞［12］，研究表明，盡管在不同動物的卵泡中可以檢測到抗氧化酶的表達，但相關酶的活性和分子表達有著明顯的種屬差異性［5，13］，因此，有必要明確綿羊不同直徑卵泡中相關抗氧化酶的表達模式。

活性氧（ROS）是正常細胞代謝的副產物［14］，當ROS 異常增高時會對機體產生毒害作用。 機體能夠通過清除過多的ROS 使細胞內ROS 保持一定水平，這種能力稱為總抗氧化能力?？偪寡趸芰κ敲割惡头敲割惪寡趸瘎┏煞值目偤?， 本試驗結果表明， 從小卵泡到大卵泡的卵泡液TAC 和ROS 含量無明顯變化， 這與人的從小卵泡液到大卵泡液中TAC 和ROS 含量的趨勢相一致［15］，并且在豬的卵泡中，ROS 含量也沒有隨著卵泡的增大而增加［16-17］。 這說明在動物卵泡發育過程中，ROS含量和TAC 能夠維持在一定的水平。

SOD 是一種抗氧化酶， 可高效地去除超氧陰離子，SOD 由3 種同工酶組成： ①銅/鋅SOD（Cu/Zn-SOD，SOD1），位于線粒體的細胞質、細胞核和膜間隙中［18］；②錳SOD（Mn-SOD，SOD2），存在于線粒體基質中；③細胞外SOD（EC-SOD、SOD3）［19］。Cu/Zn-SOD 是一種高度保守且豐富的金屬酶，可催化超氧自由基歧化為過氧化氫和分子氧［20-21］。Cu/Zn-SOD 通過清除細胞毒性超氧自由基和產生可用于氧化和調節下游靶點活性的過氧化氫，在氧化應激保護和氧化還原信號傳導中發揮雙重作用。 細胞質Cu/Zn-SOD 缺乏導致黃體生成減少和血清P4 水平降低［22］，這與卵巢中ROS 產生增加有關［9］。在本研究中，卵泡液中SOD 的活性從小卵泡到大卵泡呈下降趨勢。 Combelles 等［6］對牛卵泡的研究表明，與大卵泡相比，小卵泡中的SOD 水平最高。 這表明，隨著綿羊卵泡發育，對SOD 的需求逐漸下降。另外本研究結果表明，壁層顆粒細胞和卵泡膜細胞Cu/Zn-SOD 基因的mRNA 水平從小卵泡到大卵泡呈下降趨勢， 而卵丘細胞中Cu/Zn-SOD 基因的mRNA 表達水平呈先上升后下降趨勢， 可能是卵母細胞加速了卵丘細胞的發育速度導致從小卵泡到大卵泡中的卵母細胞獲得發育能力和非?；钴S的新陳代謝， 在此過程中會產生大量活性氧，因此，需要Cu/Zn-SOD 升高來中和卵母細胞的細胞質中的自由基， 以保證正常細胞功能的自由基和過氧化氫之間的平衡。 說明隨著卵母細胞的成熟， 壁層顆粒細胞和卵丘細胞的抗氧化酶的表達呈區域性表達， 為了保護卵母細胞正常代謝，免受氧化損傷，兩種細胞根據功能的不同及各抗氧化酶對應的功能和細胞內定位不同，表達相應發生改變。

過氧化氫酶（CAT）是一種酶促抗氧化劑，主要參與維持ROS 產生與降解的平衡，可以將H2O2轉化為H2O 和O2，防止過氧化，在保護卵巢免受潛在的氧化損傷方面起著關鍵作用。在本研究中，卵泡液中的CAT 活性從小卵泡到大卵泡呈極顯著上升趨勢， 這表明隨著綿羊卵泡發育， 對CAT的需求逐漸上升。 Basini 等［9］的研究結果表明，在豬卵泡液中CAT 活性在大卵泡中最高，這與本研究結果相似，但在牛的卵泡液中，與中腔和大腔卵泡相比，CAT 活性在小卵泡的卵泡液中最高［6］，由此看來，CAT 在卵泡中的活性表達模式可能存在物種差異。隨著卵泡腔的增大，CAT 基因的mRNA在卵泡膜細胞、 壁層顆粒細胞和卵丘細胞中的表達都呈現上升的趨勢，對山羊［5］的研究結果表明，與小腔和中腔卵泡相比， 大腔卵泡顆粒細胞中的過氧化氫酶活性增加了3 倍， 這與本研究結果相似。在卵泡發育過程中，由于卵母細胞自身無法合成CAT［23-24］，因此大卵泡需要更多的CAT 來維持卵泡內以及卵母細胞內的氧化還原平衡。

GPXs 可以消除機體產生的過氧化氫和有機氫過氧化物（主要是脂質過氧化物ROOH），降低活性氧對機體的破壞作用。 谷胱甘肽過氧化物酶GPX3 是該家族中唯一的細胞外成員， 可催化H2O2的還原和脂質過氧化物防止膜過氧化［25］。 本研究結果表明，與中腔和大腔卵泡的卵泡液相比，小腔卵泡液中的GPXs 活性明顯升高。 Basini 等［9］測定了不同直徑豬卵泡的卵泡液中的GPXs，結果也發現小卵泡液中的GPXs 活性更高，此外GPX3在卵泡膜細胞和卵泡壁層顆粒細胞中的mRNA 水平從小腔卵泡到大腔卵泡呈極顯著下降趨勢，這說明由于在小腔卵泡時SOD 表達升高所產生的過氧化氫增多導致小腔卵泡中的卵泡膜細胞和壁層顆粒細胞需要高表達GPX3，GPX3 的mRNA 水平在小腔、中腔、大腔卵泡卵丘細胞中呈先上升后下降趨勢， 中腔卵泡極顯著高于小腔卵泡和大腔卵泡中表達。 這說明卵丘細胞通過增強卵母細胞中的GPX 含量，在保護卵母細胞免受氧化應激誘導的細胞凋亡方面具有關鍵作用［25］。

過氧化物酶6（PRDX6）是一種普遍表達的非硒依賴性谷胱甘肽過氧化物酶， 可直接清除H2O2（或其他低分子量氫過氧化物）［26］。據報道，PRDX6控制卵丘-卵母細胞復合物和早期胚胎中過氧化氫的水平［27］。 在本研究發現，卵泡液中PRDXs 的活性和卵泡膜細胞和壁層顆粒細胞中PRDX6 基因的mRNA 水平從小腔卵泡到大腔卵泡呈下降趨勢。 這說明小腔卵泡中需要更多的抗氧化酶的參與，來保證卵泡和卵母細胞的發育。在mRNA 水平上，PRDX6 基因在不同直徑卵泡的卵丘細胞中呈先上升后下降趨勢，有研究稱，在牛卵母細胞體外成熟過程中，PRDX6 基因上調［28］。 CX37 作為通道連接蛋白， 介導卵丘和卵母細胞之間物質的雙向傳遞，而卵母細胞在生長發育過程中，其自身的代謝會導致大量的H2O2， 從而需要卵丘細胞高表達的PRDX6 去除過量的H2O2，達到維持卵母細胞正常生長所處的環境穩態。

總的來說，綿羊卵泡發育過程中，不同直徑卵泡的總抗氧化能力和總活性氧無顯著變化。但Cu/Zn-SOD、CAT、GPX3 和PRDX6 在卵泡不同細胞區域的表達存在明顯差異。 這表明在卵泡發育過程中， 各種抗氧化酶存在復雜的協同機制來持續維持卵泡內環境的氧化還原穩態， 保證卵泡和其中的卵母細胞正常發育， 但具體作用機制仍需進一步研究。

4 結論

綿羊不同直徑有腔卵泡的TAC 和ROS 含量無 顯 著 變 化， 但 抗 氧 化 酶SOD、CAT、GPX 和PRDX 在不同直徑卵泡中的基因表達水平和活性具有空間特異性， 說明綿羊有腔卵泡抗氧化功能的調節是多因素協同的過程。