兩種小鼠尾靜脈采血法進行血糖檢測的比較分析

金會艷，李浩瑜，李 響，劉丁瑜，李 凡

（1.昆明醫科大學基礎醫學院實驗教學中心機能學實驗室，云南 昆明 650500；2.昆明醫科大學第一臨床學院，云南 昆明 650500；3.昆明醫科大學基礎醫學，云南 昆明 650500；4.云南大學醫學院，云南 昆明 650500）

C57BL/6J 小鼠的生理機能較哺乳類動物更接近人類[1]，并且在高脂飲食誘導下，C57BL/6J 小鼠患肥胖癥[2]、胰島素抵抗[3]和2 型糖尿病的易感性較其他品系的小鼠高[4-6]，因此C57BL/6J 小鼠是糖尿病、動脈粥樣硬化及代謝性相關疾病研究的常用實驗動物。血糖檢測則是診斷糖尿病和監測其治療效果的有效、快捷方法。在檢測小鼠血糖的過程中，尤其是連續多次采血時，科學有效的采血方式是獲得準確血糖值的關鍵環節。此外，成功的血液采集對于實驗動物也非常重要[7]?，F有小鼠采血方法有鼠尾采血、摘眼球采血、眼眶后靜脈叢采血、心臟采血和斷頭采血等方法[8，9]。由于鼠尾血管豐富，因此從鼠尾靜脈采集血液樣本被廣泛應用。但關于刺破尾靜脈采血與剪尾采血兩種方法檢測的血糖值是否有差異的報道較少。因此，本研究通過比較刺破尾靜脈采血法與剪尾采血法檢測血糖值來評價兩種采血方法的差異及其所測血糖值的相關性，從而探討一種穩定、有效，且更符合實驗動物倫理學的科學檢測小鼠末梢靜脈全血血糖值的實驗方法，現報道如下。

1 材料與方法

1.1 實驗動物 SPF 級C57BL/6J 小鼠12 只，10～11周齡，雄性小鼠，體重（23.08±0.34）g，購自云南大學實驗動物中心，實驗動物生產許可證：SCXK（滇）K2021-0001。飼養于云南大學實驗動物中心SPF 級動物飼養室，實驗動物使用許可證：SYXK（滇）K2021-0002。動物房室溫20 ℃～25 ℃，濕度30%～60%，12 h 明暗交替。小鼠自由進食、進水。

1.2 主要試劑與儀器 小鼠靜脈可視尾注固定器YAN-Q9（上海玉研科學儀器有限公司），血糖儀、配套試紙條及一次性采血針（ACCU-CHEK Performa，德國羅氏公司），眼科剪，75%酒精，棉簽。

1.3 方法

1.3.1 實驗動物分組 12 只小鼠自由進食進水，于上午8∶00 分別采取尾靜脈刺破采血和剪尾采血兩種方法檢測其血糖值，兩種采血方法間隔5 min。采血前小鼠置于小鼠固定器中，尾巴自固定器內底部順出，以便采血（圖1）。所有實驗操作均通過云南大學實驗動物中心批準，并按照實驗動物使用3R[10]和福利原則[11]進行操作。

圖1 小鼠固定圖

1.3.2 刺破尾靜脈采血法檢測小鼠血糖 小鼠置于固定器中，調整適當位置，使小鼠尾部置于紅外燈上，并讓小鼠靜置1 min，使小鼠處于平靜狀態。在紅外燈的照射下，小鼠尾靜脈清晰可見，在小鼠尾部后1/3 處，用棉簽壓迫尾靜脈近心端，75%的酒精消毒后，用一次性采血針刺破血管，待血液自然流出（圖2）。用血糖儀吸取血液至血糖試紙感應區，讀取血糖值，并用棉簽壓迫采血點止血。

圖2 刺破尾靜脈采血法

1.3.3 剪尾采血檢測小鼠血糖 完成刺破尾靜脈采血檢測血糖后，小鼠從固定器中取出，自由活動5 min。小鼠再次固定于固定器中，并讓小鼠靜置1 min，使小鼠處于平靜狀態。小鼠尾部置于紅外燈上保溫，75%的酒精消毒后，在小鼠尾尖部，用眼科剪剪斷尾部使血液自然流出（圖3）。用血糖儀吸取血液至血糖試紙感應區，讀取血糖值，并用棉簽壓迫止血。1.4 統計學方法 采用IBM SPSS 25.0 統計軟件進行分析，計量資料用（）表示，采用配對t檢驗。采用線性相關和回歸分析兩種采血方式檢測血糖值的相關性。P＜0.05 表示差異有統計學意義。

圖3 剪尾采血法

2 結果

2.1 刺破尾靜脈采血法與剪尾采血法檢測小鼠血糖值比較 刺破尾靜脈采血法檢測血糖值為（7.58±0.92）mmol/L，與剪尾采血法的（7.61±1.02）mmol/L 比較，差異無統計學意義（t=-0.203，P=0.843）。

2.2 刺破尾靜脈采血法與剪尾采血法檢測小鼠血糖值的相關性分析 由繪制的散點圖可見，刺破尾靜脈采血法檢測血糖與剪尾采血法檢測血糖值有正線性趨勢，可進行相關性分析。Pearson 相關性分析顯示，10～11 周齡的雄性C57BL/6J 小鼠刺破尾靜脈采血法檢測血糖值與剪尾采血檢測血糖值有相關性（t=0.827，P=0.001）。進一步采用回歸分析兩種采血方法檢測血糖值的關系得到，回歸分析方程式為：y（剪尾采血法）=1.898+0.746x（刺破尾靜脈采血法），見圖4。

圖4 刺破尾靜脈采血法與剪尾采血法檢測血糖值的散點圖

3 討論

C57BL/6J 小鼠體型小、繁殖快、成本低、易控制，對飲食導致的血糖升高易感，因此常用于血糖代謝異常等相關疾病的研究中。成功采集血液樣本是準確檢測血糖值的關鍵步驟[12]。目前，小鼠采血的方式較多，不同的采血方法對小鼠的損傷程度、采血間隔及采血量要求等各不相同，因此選擇合適的采血方式，從而獲得高質量的血樣，是得到科學實驗數據、實驗成功的基礎，尤其是需要連續監測血糖的情況下，如口服糖耐量試驗、胰島素耐量試驗等。連續采血監測血糖值，為臨床上糖尿病及其并發癥等相關研究提供了大量血糖數據[13]。

在正常生理體位下，小鼠尾部有4 根明顯可見的血管，即背腹面各有1 根動脈，兩側各有1 根靜脈[14]。對于連續多次少量的采集血樣，尾靜脈采血是最佳取血方式，但在采血過程中，刺破尾靜脈與剪斷尾尖獲取血樣檢測的血糖值是否有差異的研究較少。本研究在鼠尾采血的方法中再細化取血樣操作方法，以刺破尾靜脈與剪斷尾尖獲取血樣來檢測血糖值，從而評價兩種取血方法的異同及適用性，結果顯示刺破尾靜脈采血法與剪尾采血法取樣后檢測的血糖值比較，差異無統計學意義（P＞0.05），且刺破尾靜脈采血法與剪尾采血法取樣后檢測的血糖值呈線性正相關，提示在檢測小鼠微量血糖時，采用刺破尾靜脈采血法和剪斷尾尖采血法均可得到相同的結果。一方面，由于采血前小鼠固定于小鼠靜脈可視尾注固定器中，小鼠處于相對平靜狀態，檢測的血糖值相對穩定。已有研究顯示[15，16]，應激會引起交感神經興奮，腎上腺素和去甲腎上腺素分泌增加，從而使血糖升高。另一方面，小鼠固定于小鼠靜脈可視尾注固定器中，并使小鼠尾部置于紅外燈上保溫，保證采血全過程尾靜脈充分擴張，刺破靜脈或剪斷尾尖時，血液自然流出，避免擠壓血管，影響血液生物學參數，從而影響血糖水平[17]。雖然兩種采血方式檢測出來的血糖值無差異，但在具體實驗中，如口服糖耐量實驗中，在2 h 內完成多次采血，選用刺破尾靜脈采血是最佳方法，主要是因刺破血管損傷小，易止血，可反復多次操作[18]。而剪尾采血法每次取血時需要剪斷尾尖，如此反復，小鼠損傷大，不能更好地滿足實驗動物福利原則[19]；且越靠近鼠尾根部剪尾，小鼠疼痛感增加，應激反應增強，從而導致血糖出現波動，實驗數據較不準確[20]。

綜上所述，刺破尾靜脈采血法與剪尾采血法測出來的血糖值無差異，但考慮實驗的可操作性、實驗結果的穩定性及實驗動物福利原則，刺破尾靜脈采血法優于剪尾采血法，值得臨床應用。